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1、单击此处编辑母版标题样式单击此处编辑母版副标题样式*1植物基因组DNA的提取及纯度与含量的测定实验八第一部分植物基因组DNA的提取一、实验目的和要求1、学习并掌握植物基因组DNA的提取原理和方法；2、了解琼脂糖凝胶电泳检测核酸的原理和操作；3、学习并掌握对电泳检测基因组DNA结果的初步分析。DNA的琼脂糖凝胶电泳鉴定:DNA分子在琼脂糖凝胶中有电荷效应和分子筛效应。DNA分子在高于等电点的溶液中带负电荷，它在电场中向正极移动。在一定的电场强度下，DNA分子的迁移速度取决于分子筛效应，即具有不同的相对分子量的DNA片段泳动速度不同。DNA片断在凝胶中当用低浓度的荧光嵌入染料溴化乙锭（EB）染色后
2、，在紫外光下可见橙红色带，并可确定DNA片断在凝胶中的位置。影响DNA泳动速率（迁移率）的因素有：DNA分子质量的影响：双链DNA分子迁移的速率与DNA分子量对数成反比。分子量越大，迁移率越小。DNA构型的影响：超螺旋DNA线状DNA开环DNA胶浓度的影响：浓度越低，相同核酸分子迁移越快，一般常用的凝胶浓度为12；电场强度的影响：电场强度愈大，带点颗粒的泳动越快。但凝胶的有效分离范围随着电压增大而减小，所以电泳时一般采用低电压，（一般5V/cm）（电场强度）。而对于大片段电泳，甚至用0.51.0V/cm电泳过夜。进行高压电泳时，只能使用聚丙烯酰胺凝胶。EB的影响：溴化乙锭（EB）插入双链DNA
3、造成其负电荷减少、刚性和长度增加。电泳缓冲液的影响:核酸电泳常采用TAE、TBE、TPE三种缓冲系统，但它们各有利弊。TAE价格低廉，但缓冲能力低，必须进行两极缓冲液的循环。TPE在进行DNA回收时，会使DNA污染磷酸盐，影响后续反应。所以多采用TBE缓冲液。在缓冲液中加入EDTA，可以鳌合二价离子，抑制DNase，保护DNA。缓冲液pH常偏碱性或中性，此时核酸分子带负电，向正极移动。碱基组成与电泳温度的影响:一般影响不大在DNA提取过程中必须始终注意以下几个关键问题：（1）DNA的二级结构和双链易受多种因素（如强酸、强碱、加热、低盐浓度、有机溶剂、酰胺类、尿素等）的影响引起双链解开，即“变性
4、”，因此抽提时避免使用变性的条件。（2）抑制内外源DNase的活力。DNase就象一把刀，它能把大分子的DNA切成碎片，所以要加以杜绝，现可以通过多种途径来做到这一点：a、低温操作；b、调节pH，使偏碱（pH8.0）；c、抽提液中加表面活性剂；d、加螯合剂（EDTA）除去酶的铺助因子（Mg2+），使酶活性丧失。（3）防止化学降解。如过酸或过碱以及其它化学因素，会使DNA降解，一般综合考虑，取pH8.0左右为宜。（4）防止物理因素降解。如温度太高或机械张力剪切等，DNA分子特别大，极易被机械张力拉断，甚至在细管中稍急一些的流动也会使DNA断裂，所以在抽提过程中要特别注意这一点，操作过程要尽量简便
5、、温和、减少搅拌次数，也不要剧烈摇动。（5）植物的次生代谢物（主要是胞质内的多酚类或色素类化合物）对核酸提取有干扰作用。因此，一般尽可能选幼嫩的、代谢旺盛的新生组织作为提取DNA的材料，这是因幼嫩的新生组织次生代谢物较少，DNA含量高，且易于破碎，植物材料最好是新鲜的。三、实验材料与试剂1、实验材料：植物幼嫩叶子2、实验试剂（1）基因组DNA提取缓冲液（2）氯仿:异戊醇:乙醇抽提液（3）TE缓冲液（4）平衡酚：（5）RNA酶A（6）酚/氯仿（7）氯仿/异戊醇（8）异丙醇、无水乙醇、70%乙醇。（9）3mol/LNaAc（10）5TBE缓冲液（11）6电泳上样缓冲液（12）1.0%琼脂糖凝胶（1
6、3）EB（14）DNA分子量Markers：125，564，2027，2322，4361，6557，9416，23130bp.四、实验器材与仪器1、研体2、离心机、离心管（7ml）及离心管架；3、微量移液器：10ul、1000ul；4、恒温水浴箱655、制冰机；6、冰箱；7、恒温水浴箱37；8、微波炉；9、电泳仪及电泳槽；10、紫外检测仪。五、实验操作方法和步骤置于预热到65的研体中，加少许石英砂；加入预热到65的核酸提取缓冲液3ml称取植物幼嫩叶子0.5g迅速研成匀浆转移到7ml带盖离心管中65水浴保温40min，其间经常轻柔摇动加入3ml氯仿-异戊醇溶液轻柔颠倒混匀后，室温静置分层5min
7、离心12000rpm5min上清液转移到干净7ml离心管中，记录体积，弃沉淀，*加入等体积异丙醇试剂，混和后静置20min沉淀DNA4离心5,000g3min收集絮状沉淀加入3mlTE，65水浴中助溶15min，使之完全溶解加入等体积的平衡酚，轻柔颠倒混匀，室静置10min4离心12,000rpm10min转移上清于新7ml离心管中，记录体积*加入等体积的酚氯仿，轻柔颠倒混匀，室温放置15min4离心（12,000rpm，5min）吸取上清转移到一新7ml离心管中，记录体积*加入等体积的氯仿，颠倒混匀，室温放置5min4离心（12,000rpm，10min）吸取上清转移到一新7ml离心管中，记
8、录体积*加入1/10体积3mol/LNaAC和2体积20预冷的无水乙醇20放置20min*4离心（12,000rpm，10min）收集沉淀*用70%乙醇洗涤沉淀，倾倒掉乙醇溶液，干燥，让酒精完全挥发用1ml TE溶解沉淀，加入5l RNase（5g/l），37 保温10 min，即为植物基因组DNA溶液*凝胶电泳检测基因组DNA（分子量大小、纯度）说明：如果蛋白质和RNA未去除干净，重复酚，酚/氯仿，氯仿抽提步骤，继续用RNase 处理，乙醇沉淀和洗涤，重溶于TE中，直至基因组DNA纯度和质量符合要求。（一） 植物基因组DNA的提取 紫外吸收法测定基因组DNA纯度与含量*植物基因组DNA的提取
9、操作过程现象*植物基因组DNA的提取操作过程现象1、制胶（1琼脂糖凝胶）在胶模上架好梳子。称取01g琼脂糖，置于250ml锥形瓶中，加100ml0.5TBE电泳缓冲液，加热熔化至无颗粒状琼脂糖，待其冷却至5060后，加入EB，使其终浓度为0.5mg/L，摇匀后立即倒入准备好的胶模中，待胶凝固后，放入电泳槽中，倒入适量0.5TBE（刚好淹过胶面），拔去梳子备用。（注：EB为诱变剂、致癌物，接触凝胶必须戴手套操作）2、加样取5ul纯化的DNA原溶液样品，与1ul6电泳加样缓冲液混匀，用微量移液枪小心加入样品槽中（注：勿划破或戳穿加样孔，勿带入气泡）。若DNA含量偏低，则可依上述比例增加上样量，但总
10、体积不可超过样品槽容量。每加完一个样品要换枪头以防互相污染。注意上样时要小心操作，避免损坏凝胶或将样品槽底部凝胶刺穿。3、电泳加完样后，盖上电泳槽盖，立即接通电源，使电压调到100V，恒压电泳。当溴酚蓝条带移动到距凝胶前缘约2cm时，停止电泳（约需3060min）。4、观察和拍照取出胶块置于紫外灯下观察，DNA存在处可显示出肉眼可辨的橘红色荧光带，再用成像仪进行拍照，以便于分析。（注：紫外光对眼睛有害，观察时戴上防护镜或眼镜，或隔着玻璃或有机玻璃观察）。（二）琼脂糖凝胶电泳检测基因组DNA第二部分基因组DNA纯度与含量的测定一、实验目的和要求1、学习紫外吸收法测定核酸基本原理和方法；2、学习并
11、掌握紫外吸收法测定基因组DNA纯度与含量的方法。二、实验基本原理核酸DNA和RNA所含碱基的苯环结构（嘌呤环和嘧啶环）的共轭双键具有紫外吸收的性质，它们在260nm处有最大的吸收峰。因此，可以用260nm波长进行核酸含量的测定。波长为260nm时，DNA或RNA的光密度的大小不仅与总含量有关，也与它们的不同构型而有差异。对标准样品来说，浓度为1g/ml时，DNA钠盐的OD2600.02。当OD2601时，双链DNA含量约为50g / ml单链DNA含量约为37g/mlRNA含量约为40g/ml寡核苷酸含量约为30g/ml（由于底物不同有差异）1、核酸样品DNA、RNA含量的测定：如用1cm光径
12、石英比色皿，用H2O稀释DNA或RNA样品n倍并以H2O为空白对照，根据此时读出的OD260值即可计算出样品稀释前DNA的含量：DNA（g/l）=50OD260读数DNA样品稀释倍数/1000RNA（g/l）=40OD260读数RNA样品稀释倍数/1000若样品不纯，则比值发生变化，此时无法用分光光度法对核酸进行定量，可使用溴化乙锭法或其他方法进行估算。当DNA样品中含有蛋白质、酚或其他小分子污染物时，会影响DNA吸光度的准确测定。由于DNA在260nm处有最大的吸收峰，蛋白质在280nm处有最大的吸收峰，盐和小分子则集中在230nm处。所以，一般情况下同时检测同一样品的OD260、OD280
13、和OD230，计算它们的比值来判断核酸样品的纯度。2、核酸样品纯度判断的一般标准：DNA纯度：OD260/OD2801.8，表示为纯的DNA；OD260/OD2801.9，表示有RNA污染；OD260/OD2801.6，表示有蛋白质、酚等污染。RNA纯度：1.7OD260/OD2802.0，表示为纯的RNA；OD260/OD2801.7时，表示有蛋白质或酚污染；OD260/OD2802.0时，表示可能有异硫氰酸残存。OD230/OD260的比值应在0.4-0.5之间，若比值较高说明有残余的盐和小分子如核苷酸、氨基酸、酚等的存在。若样品不纯，则比值发生变化，此时无法用分光光度法对核酸进行定量；同
14、时也会影响酶切和PCR的效果。三、实验材料与试剂1、实验材料 植物基因组DNA样品2、实验试剂ddH2O；TE缓冲液（pH8.0）。四、实验器材与仪器1、离心机、离心管（5ml）及离心管架；2、微量移液器10ul、200ul、1000ul及枪头；3、紫外分光光度计；4、石英比色皿（0.5cm光径）或1cm光径的微量石英比色皿（50ul、100ul）。五、实验操作方法和步骤 方法1：将提取的植物基因组DNA样品吸取20ul，加到新的5ml离心管中，再加一定量的ddH2O或TE缓冲液（pH8.0）稀释100倍，用0.5cm光径石英比色皿（约需1.6ml样品溶液）或微量石英比色皿在紫外分光光度计上测
15、定230nm、260nm、280nm处的吸光度。计算植物基因组DNA样品溶液的DNA的含量以及DNA样品的纯度。方法2：直接取植物基因组DNA样品微量原液（12ul)，用分光光度计进行自动测定出230nm、260nm、280nm处的吸光度值，计算植物基因组DNA样品溶液的DNA的含量以及DNA样品的纯度。用TE调0（空白）：取植物基因组DNA样品原液12ul，进行自动测定230nm、260nm、280nm处的吸光度值：六、计算1、植物基因组DNA样品溶液的DNA的含量：DNA（g/l）=50OD260读数2*DNA样品稀释倍数/1000（*用0.5cm光径石英比色皿2，用1cm光径石英比色皿1。）2、植物基因组DNA样品溶液的DNA的纯度：OD260/OD280OD230/OD2603、样品纯度判断：OD260/OD2801.8，表示为纯的DNA；OD260/OD2801.9，表示有RNA污染；OD260/OD2801.6，表示有蛋白质、酚等污染。七、结果分析讨论下 次 实 验 课自主设计实验与实践 开题报告递交：自主设计实验与实践课题申请书 及“实验药品、器材和仪器需量申领表”
