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1、实验四 植物DNA的提取一、实验目的掌握CTAB法从植物叶片提取DNA的原理和方法。采用CTAB法从植物叶片中提取基因组DNA,并进行纯度分析。二、实验原理1、核酸提取的基本原理 核酸是生物有机体中的重要成分,在生物体中核酸常与蛋白质结合在一起,以核蛋白的形式存在。核酸分为脱氧核糖核酸(DNA)和核糖核酸(RNA)两大类,在真核细胞中,前者主要存在于细胞核中,后者主要存在于细胞质及核仁里。在制备核酸时,通过研磨破坏细胞壁和细胞膜,使核蛋白被释放出来。 在浓氯化钠溶液(12 molL)中,DNA核蛋白的溶解度很大,RNA核蛋白的溶解度很小;而在稀氯化钠溶液(0.14 molL)中,DNA核蛋白的
2、溶解度很小,RNA核蛋白的溶解度很大。因此,可利用不同浓度的氯化钠溶液将DNA核蛋白和RNA核蛋白从样品中分别抽提出来。分离得到核蛋白后,需进一步将蛋白等杂质除去,常采用的去除蛋白的方法有3种:用含异戊醇的氯仿振荡核蛋白溶液,使其乳化,然后离心除去变性蛋白质,此时蛋白质凝胶停留在水相和氯仿相中间,而DNA溶于上层水相。用两倍体积的无水乙醇溶液将DNA钠盐沉淀出来。如果用酸性乙醇或冰乙酸来沉淀,得到的是游离的DNA。用十二烷基硫酸钠(SDS)等去污剂使蛋白质变性,与核酸分离,从而从材料中直接提取出DNA。用苯酚处理,然后离心分层,DNA溶于上层水相,蛋白变性后则停留在酚层内。吸出上面水层,加两倍
3、体积的无水乙醇溶液,得到白色纤维状DNA沉淀。反复使用上述方法多次处理DNA核蛋白溶液,就能将蛋白等杂质较彻底地除去,得到较纯的DNA制品。为了彻底除去DNA制品中混杂的RNA,可用RNA酶处理。生物材料中含有的脂肪物质和大部分的多糖,在用盐溶液分离核蛋白和用乙醇或异丙醇分级沉淀时即被除去。在DNA提取、制备的过程中,核酸极不稳定,许多因素可破坏其完整结构:化学因素,核酸的结构在pH值4.011.0间较稳定,pH值在此范围外就会使核酸变性降解,故制备过程应避免过酸过碱。物理因素,DNA分子链很长,是双螺旋结构,既有一定的柔性,又有一定的刚性,故强机械作用如剧烈搅拌会令DNA分子断裂,不利于收集
4、,应加以避免。酶的作用,细胞中普遍存在的核酸酶在细胞壁或膜遭到破坏时被释放出来,它会降解DNA分子。故须用酶的变性剂、抑制剂使之失活。操作过程最好在低温(0左右)下进行。常用的酶抑制剂有柠檬酸盐、氟化物、砷酸盐、乙二胺四乙酸盐、(ETDA-Na)等。SDS和苯酚作为蛋白变性剂,同时可使核酸酶被破坏而失活。2、CTAB法和SDS法的提取原理 (1)CTAB法是一种快速简便的提取植物总DNA的方法.。CTAB(十六烷基三甲基溴化铵)是一种阳离子型去污剂,它不仅能使蛋白质变性,而且还能与核酸形成特异的核酸-CTAB复合物,这种复合物溶于高盐缓冲液(0.7M NaCl),降低盐浓度,通过超速离心能选择
5、性地沉淀核酸,并与多糖等可溶性杂质分开,CTAB-核酸复合物再用70-75%乙醇浸泡可脱掉CTAB。提取时先将新鲜的叶片在液氮中研磨,破碎其细胞,然后加入CTAB分离缓冲液,将DNA溶解出来,再经氯仿异戊醇抽提除去蛋白质,最后通过异丙醇沉淀或低盐离心得到DNA。(2)SDS法也是提取植物DNA的常用方法。先将新鲜的叶片在液氮中研磨以机械力破本碎细胞壁,然后加入SDS使细胞膜破裂,并同时将蛋白质和多糖等杂质与核酸分开。加入KAc可使SDS蛋白质复合物转变为溶解度更小的钾盐形式,使沉淀更加完全。3、DNA的浓度测定和纯度分析(1)定磷法:是对样品中核酸(DNA和RNA)含量的准确定量。将样品中的核
6、酸用强酸(硫酸或高氯酸)消化成无机磷,然后用定磷试剂对生成的无机磷酸进行滴定。定磷试剂是酸性钼酸铵溶液,钼酸铵能与无机磷酸定量结合成磷钼酸络合物,该络合物能被抗坏血酸等还原剂还原成兰色的钼蓝,在660nm处有最大光吸收。(2)紫外光吸收法:核酸及其衍生物的紫外吸收高峰在260nm。1ug/mL的DNA溶液A260=0.020,1ug/mL的RNA溶液或单链DNA的A260=0.0220.024。1个A260相当于50ug/mL的DNA、40ug/mL的RNA。蛋白质的最大吸收在280nm,多糖的最大吸收在230nm。纯的DNA的A260/A280在1.8左右,纯的RNA的A260/A280在2
7、.0左右。三、试剂和器材:(1) 1M Tris-cl(pH8.0):Tris l21.1g溶于蒸馏水,用浓HCl调至pH8.0以蒸馏水定容至1000ml (2) CTAB分离缓冲液: 2g CTAB,8.18g NaCL,0.74g EDTA.Na2.2H2O,10mL 1mol/L的Tris-HCL(pH8.0),0.2mL巯基乙醇,加水定容到100mL。(3) 洗涤缓冲液(70%乙醇,10mmol/L乙酸铵):70mL无水乙醇,0.077g乙酸铵,加水到100mL。(4) TE缓冲液:10mmol/L Tris-HCL(pH7.4),1mmol/L EDTA(5) 氯仿:异戊醇=24:1
8、(6) 液氮(7) 研钵,恒温水浴(37100),离心机,离心管。四、操作方法:(1) 将10mlCTAB分离缓冲液加入50ml离心管中,置于65水浴中预热。(2) 称取1.5g叶片,置于预冷的研钵中,倒入液氮,尽快将叶片研碎。(3) 取1g粉末直接加入预热的CTAB分离缓冲液中,轻轻转动使之混匀。(4) 样品于65保温30分钟,每510分钟混匀一次。(5) 加等体积(10ml)的氯仿异戊醇,轻轻颠倒混匀。(6) 室温下4000r/min离心10分钟。(7) 用胶头滴管将上层水相吸入另一干净的离心管中(注意不要吸动悬浮的细胞碎片和中间白色的蛋白质层),向离心管中加入2/3体积的异丙醇,轻轻混匀
9、,使DNA析出。(有些情况下,这一步可以产生云雾状的DNA析出,如果看不到云雾状的DNA,样品则可以在冰浴中放置数小时甚至过夜)。(8) 用下述方法收集DNA:如果呈云雾状的DNA析出,则用玻璃棒在云雾状的DNA中轻轻转动,缠起DNA,然后将玻璃棒转移至20mL洗涤缓冲液中浸泡洗涤10分钟(不要将DNA沉淀从玻璃棒上弄掉)。如果看不到云雾状的DNA,可将离心管在4000r/min离心5分钟,小心地倒掉上清液,在松散的沉淀上加20mL洗涤缓冲液,轻轻转动离心管,洗涤核酸沉淀10分钟,然后离心,小心地倒掉上清液,让DNA沉淀自然干燥20分钟。(9) 用玻璃棒缠出DNA,在室温下使DNA自然干燥20分钟。(10) 将自然干燥的DNA溶于1mLTE缓冲液中,20保存备用。(11) 取100uL稀释20倍,测定A260,A280,A230,或作出吸收波谱200400nm并计算浓度和得率。(12) 取510uLDNA溶液做0.7%的琼脂糖电泳,检查DNA的大小和质量,以-DNA/Hind做分子量标准,另取5uL做限制性酶切。注意;所有操作均须温和,避免剧烈震荡。五、思考题1、 CTAB、EDTA、巯基乙醇的作用是什么?2、 吸取样品、抽提、及电泳时应注意什么?为什么?