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1、实验1 基本技能操作,一 实验动物的抓取固定方法,1小鼠的抓取固定方法 抓取：不要激惹，可单手、双手 固定：鼠板（蜡板）和固定器两种,2 大鼠的抓取固定方法 抓取：戴防护手套：帆布或硬皮质的（否则狂犬疫苗） 方法一同小鼠 方法二:腋下，拇指抵下颌骨，掌心握身体中段 固定同小鼠,3 豚鼠的抓取固定方法豚鼠性情温和，胆小易惊，一般不易伤人。1拇指和食指环扣其颈部，另一手托臀部；2另外可用布袋固定。,4 兔的抓取固定方法 抓取：右手从头前部把两耳压于手掌内，将颈部的毛连同皮一起提起；左手托住臀部。 注意：不可只抓两耳，会损伤的。 固定：常用两种 盒式固定：常用于兔脑内和耳血管的操作； 台式固定：常用
2、于测量血压、呼吸、静脉采血；一般麻醉后用。,5 狗将其嘴用绳捆绑后绕至颈后固定系好,二 实验动物编号标记方法,为了观察每个动物的不同情况，必须进行编号标记。应保证作到号码清楚、耐久、简便、易认和适用。 1颜料涂染即用化学剂在动物身体明显部位如被毛、四肢等处进行涂染或用不同颜色等来区分各组动物，是实验室最常用、最容易掌握的方法。常用的编号标记液有： 3%-5%苦味酸溶液 涂染黄色 2%硝酸银溶液 咖啡色（涂后需光照10分钟） 0.5%中性红或品红溶液 红色 煤焦油酒精溶液 黑色 龙胆紫溶液 紫色,2烙印法：不常用 3号牌法：不常用 如狗可用挂牌或背部剪毛或烫毛的方法； 家兔与豚鼠可用号码烙印钳在
3、背部编号； 大小鼠常用3%-5%苦味酸编号，不同部位代表不同数字。,三 实验动物给药途径和方法,1皮内注射：脱毛后进行小泡不会很快消失。如青霉素皮试。兔、豚鼠和大鼠的注射部位均为背部脊柱两侧的皮肤。注射时针头的孔朝上与皮肤平行刺入皮内（表皮和真皮间），如果小泡不很快消失则证明在皮内。注射量：小鼠最多不超过0.05ml，豚鼠、大鼠和兔一般为0.1ml。2皮下注射： 注射针头进入皮下（真皮下），若针头能自由拨动无牵阻，注入注射液后形成小泡，很快消失。或通过后腿肌肉进入皮下注射。3肌肉注射：大小鼠直接刺入大腿外侧肌肉内，回血无则可推液。兔在臀部。4腹腔注射：进针方向与腹股沟垂直，无回血回尿即可推液。
4、小鼠头低尾高位。小鼠一般为0.51ml, 豚鼠、兔一般为5ml。,5静脉注射： *大鼠小鼠尾静脉注射0.5ml为宜；左右为静脉，上下为动脉；于下1/3处注射，先用45度温水或酒精处理，使血管充盈。 *兔耳缘静脉注射；,6经口给药： *大小鼠：大鼠1-2ml/次，小鼠0.1-0.3ml/10g体重/次左手持鼠，腹部朝上，头部向上有一个倾斜度；右手持灌胃器，从口角进针，随其吞咽通过食道进入胃内。如果不挣扎，有落空感，说明在胃内；如果挣扎或呕吐，有阻力，不可硬插，进入气管会造成死亡，应重来。灌胃器的制作方法：用腰穿的针头，前部略弯，或12号注射针头，头部磨钝或焊成凸沿，针头部大小鼠约长57cm。,兔
5、：用木制张口器放入口内，动物即咬住张口器。从小孔中插入15cm长的导尿管，轻、慢地送入食管及胃内。用动物毛在导管口试一下，随呼吸不摆动，不挣扎，即可连接注射器，灌液。,7其他给药途径 呼吸道给药：磨口瓶，插入两根管，如毒气、粉尘、烟雾等 皮肤给药：背部脱毛后涂药，用兔、豚鼠 脊髓腔内给药：兔伏卧位，L7间隙下进针 小脑延髓给药：C1上进针，可用大动物 脑内给药：微生物室常用 直肠内给药：导尿管插入兔肛门 关节腔内给药：注入,实验动物用药量的确定及计算方法,大量实验证明，生物活性物质或药物在动物体内细胞外液中的浓度和作用与体表面积呈平行关系。因此，人与动物之间进行剂量换算，应当按体表面积比值进行
6、换算。 （一）动物给药量的确定 1先用少量小鼠探索一下中毒剂量或致死量，然后取中毒剂量或致死量的1/101/15，通过预实验再在动物身上探索；若用大动物如猫、狗等，需在鼠类用量的1/151/2范围内探索。 2人与动物用药量的折算： 人类用药量为1时，猫、狗的用量是人的5-10倍，兔、豚鼠的用量是人的15-20倍，大小鼠是人的50100倍。 动物体表面积越小，用药量越大。,3确定剂量后，如果第一次实验的作用不明显，动物也无中毒表现（体重下降、精神萎靡、活动减少），可以加大剂量再次实验，如果出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用随剂量的增加而增
7、加。有条件时，最好用几个剂量作实验。如果剂量与作用效果不成比例，应慎重分析实验结果。 4剂量的多少要考虑年龄与体质：一般我们使用的是成年动物。老年痴呆用老年鼠。同人用药一样。 5还要考虑用药途径：如当口服为100时，灌肠应为100-200，皮下应30-50，静脉应25。,（二）计算方法： 例1 计算给体重1.8kg的兔静脉注射20%乌拉坦，按每kg体重1g的剂量注射，应注射多少ml？ 1kg 1g 1.8kg 1.8g 20g 100ml 1.8g x ml x=100*1.8/20=9ml,四 实验动物的麻醉,（一）常用的麻醉剂 1挥发性麻醉剂：乙醚和氯仿乙醚：优点：适用于各种动物，麻醉量与
8、致死量差别大，安全，麻醉深度易掌握，苏醒快。缺点：局部刺激作用大，易窒息，麻醉时间长了易死，味大。 2非挥发性麻醉剂：苯巴比妥钠；戊巴比妥钠；水合氯醛 优点：使用方便，麻醉时间长，麻醉过程平衡。 缺点：苏醒较慢，麻醉量与致死量差距小，追加一点就可致死，最好一次给足量。 3中药麻醉剂： 洋金花 氢溴酸东莨菪碱（提纯） 作用不够稳定，有时需要加佐剂麻醉,（二） 动物的麻醉方法 1全身麻醉：包括吸入法、非吸入如腹腔和静脉给药法 吸入麻醉：乙醚挥发吸入，抑制中枢神经系统，作用快而短，但刺激呼吸道粘膜使分泌物增加，可使用阿托品来拮抗它。呼吸道有病者禁用乙醚麻醉。使用密闭透明容器，放入动物即可。一般用于短
9、期实验，燃点低，易燃，应远离火源。 非吸入麻醉： 小型动物大小鼠多为腹腔给药。 常用于家兔，耳缘静脉注射。 2局部麻醉：盐酸普鲁卡因：用于手术局部浸润麻醉可用1%溶液，剂量按麻醉面大小而定，骨髓穿刺、局部皮肤切开等均可采用。,3本实验室常用的两种： 乌拉坦（氨基甲酸乙酯）：使用时配制为20%-25%的溶液，用药量为g/kg，耳缘静脉注射。注射快慢，检查深度。 10%水合氯醛：大小鼠腹腔注射0.35ml/100kg,4 麻醉注意事项：静脉注射缓慢推药，同时注意麻醉深度如肌肉的松弛度，角膜反射等；先快后慢，不够，追加量不能大于1/4。麻药的浓度不可过高或过低，要适中。注意保温：方法有：装灯台灯、电
10、褥、照射等，根据动物肛温而定。实验动物的正常体温： 猫38.61度 兔38.41度 大鼠39.30.5度 做慢性实验时，麻药应加热至动物体温水平。,五 实验动物采血方法,注意事项： 1光线充足 室温应保持：冬 1520度；夏 2528度 2采血部位消毒 3注射器、试管应清洁干燥：吹风机 4抗凝剂：血清（不加抗凝剂）；血浆（加抗凝剂）离心,（）小鼠、大鼠采血法,1割（剪）尾采血：温水泡，消毒，剪刀剪一下尾尖，血滴下，试管接血即可。 2鼠尾刺血法：用7号、8号针头刺入尾静脉，流出，1050mm3/次，使用方向：从尾尖开始往上用。 3眼眶静脉丛采血法：两眼可轮流取，反复取，刺入。0.5-1ml/次大
11、鼠,4断头取血：铡刀，接血，一松一放。不易溶血 5心脏取血：死亡性的，0.50.6ml/次 6颈动静脉采血：解剖后才能使用，药理经常用。 7腹主动脉采血：解剖后用，从分叉处进针 8股动（静）脉采血：腹股沟处解剖后用,（二）豚鼠采血法,1耳缘剪口采血：刀片或剪刀抗凝后剪破耳缘血管，流出，可采血0.5ml。 2心脏采血：同兔 3股动脉采血：同鼠 4背中足静脉取血：略,（三）兔采血法,1耳缘静脉采血 2耳中央动脉采血：刺之易收缩 3心脏取血：可每天取 4后肢胫部皮下静脉取血：不常用，解剖后用 5股静脉、颈静脉取血：解剖暴露后用,六 实验动物的处死方法,（一）大鼠和小鼠 1脊椎脱臼法 2断头法：剪刀一剪 3击打法：摔地，锤后脑 4急性大失血法：剪断动脉，解剖的动物 5化学致死法：CO、过量乙醚等,（二）兔、豚鼠 1空气栓塞法：20-40ml兔 2急性失血法：放血，解剖后的动物 3破坏延脑法：锤后脑 4开放性气胸法：打开肺部 5化学药物致死法：KCl药量很小即可致死,
