《实验指导--第八章基本操作技术》由会员分享，可在线阅读，更多相关《实验指导--第八章基本操作技术（9页珍藏版）》请在金锄头文库上搜索。
1、第八章动物实验的基本操作技术第一节急性动物实验的基本操作技术一、备皮在哺乳类动物手术前应先进行手术部位的皮肤准备。包括去处手术部位及其周围被毛；清除皮肤污垢，消毒皮肤。1去除被毛(1) 剪毛法在急性动物实验中最常用。其方法：固定动物后，绷紧动物皮肤，用粗剪刀贴紧皮肤， 依次剪去所需部位的被毛。剪毛时需注意： 把剪刀贴紧皮肤，切勿用手提起被毛， 以免剪破皮肤； 剪下的毛集中放在一个容器内，防止被毛到处乱飞；剪完后用一湿布擦净遗落在手术野和手术台周围的被毛，以保证手术野的清洁。(2) 拔毛法拔毛法在兔耳缘静脉或大、小白鼠尾静脉注射或取血时较为常用。方法：将动物固定后， 用拇指、 食指将所需部位的被
2、毛拔取。为使血管显示的更清楚，还可在拔毛处涂上一层水。(3) 脱毛法脱毛法指用化学药品脱去实验动物被毛，适用于大动物无菌手术、观察动物局部皮肤血液循环。方法： 先将欲脱毛部位的被毛剪短，再用棉球蘸脱毛剂，在局部涂一薄层， 约 23 分钟后， 用温水洗去脱下的被毛，然后用纱布将局部擦干，涂一层油脂即可。2消毒皮肤去除被毛后，先用2%来苏尔洗刷手术部位及其周围皮肤，用消毒纱布擦干，以 75%酒精脱脂，涂擦5%的碘酊，再用75%的酒精脱碘。对手术区域皮肤的消毒常用于慢性实验。二、切口与止血备皮后， 定好切口的起止点，必要时可做出标记。切口方向要尽可能与组织纤维走向一致。切口大小以既便于手术操作又不过
3、多的暴露组织器官为宜。切口时， 手术者以左手拇指和食指绷紧上端皮肤，右手持手术刀（见图5-3） ，以适当的力度一次切开皮肤及皮下组织，直至肌层。 剪开肌膜， 用止血钳或手指钝性分离肌纤维至所需长度。若切口与肌纤维走向不同，则应先结扎肌肉两端，再从中间横向剪断。切口应由外向内逐次减小，以便于观察和止血。手术过程中如有出血需及时止血。微血管渗血， 用温热盐水纱布轻压即可止血。较大血管出血，先用止血钳将出血点及周围的少许组织一并夹住，然后用线结扎。更大血管出血，或血管虽不很大，但出血点较集中，最好用针线缝过局部组织，进行贯穿结扎，以免结线松脱。实验中正确掌握手术结的打法，是完成好止血和缝合操作的关键
4、，结扎错误可导致结扎线滑落，造成出血或实验失败，所以要结扎正确牢固。常见的手术结有三种（图8-1） ，即方结、外科结和三重结。方结：为手术中常用，适于缝合和结扎。外科结：在生理实验中使用较少。 三重结： 是在方结基础上再加一个第一道单结而成，因其牢固， 适应于结扎较大的血管和大块组织。图 8-1 常用的手术结开颅过程中如果颅骨出血，可用纱布吸去血液后，迅速用骨蜡涂抹止血。如遇硬脑膜出血，可用结扎或烧灼止血，若是软脑膜出血，应轻轻压上止血海绵。干纱布只能用于吸血，不可用于揩擦组织，以免损伤组织和血凝块脱落。手术完成后，用盐水纱布覆盖伤口或手术野，防止伤口干燥和水分蒸发。三、肌肉、神经与血管的分离
5、分离肌肉时， 应用止血钳在整块肌肉与其他组织之间，顺着肌纤维方向操作，将肌肉一块块地分离。 绝不能在一块肌肉的肌纤维间操作，这不仅容易损伤肌纤维而引起出血，并且也很难将肌肉分离。若必须将肌肉切断，应先用两把止血钳夹住肌肉（小块或薄片肌肉也可用两道丝线结扎） ，然后在两止血钳间切断肌肉。神经和血管都是比较娇嫩的组织，因此在剥离过程中要耐心、细致、 动作轻柔。 切不可用带齿的镊子进行剥离，也不能用止血钳或镊子夹持， 以免其结构或机能受损。在剥离粗大的神经、血管时， 应先用蚊式止血钳将神经或血管周围的结缔组织稍加分离，然后用大小适宜的止血钳将其从周围的结缔组织中游离出来。游离段的长短， 视需要而定。
6、 在剥离细小的神经或血管时，要特别注意保持局部解剖位置，不要把结构关系弄乱，同时需要用眼科镊子或玻璃分针轻轻地进行分离。剥离完毕后，在神经和血管的下方穿以浸透生理盐水的缚线（根据需要穿一根或两根），以备刺激时提起或结扎之用。 然后盖上一块浸以生理盐水的棉絮或纱布，以防组织干燥， 或在创口内滴加适量温热（ 37左右）石蜡油，使神经浸泡其中。四、插管技术1气管插管术在哺乳动物急性实验中，为了保持动物呼吸道的畅通，一般先切开气管，插入气管套管，防止分泌物堵塞气道。(1) 固定动物：把麻醉后的动物仰卧固定在手术台上。备皮，在颈部正中喉下部作一长约 4cm 的皮肤切口（狗要再长一些）。(2) 分离组织：
7、用止血钳依次分开皮下结缔组织及颈前正中肌肉暴露气管。然后分离气管两侧以及气管与食管之间的结缔组织，游离出气管。 分离气管时， 注意止血钳勿插入过深，以免损伤食管及周围小血管。从甲状软骨向下分离气管2 3cm 穿一粗线于气管下备用。(3) 切开气管：用手术剪在喉头下3、4 软骨环之间横向切开管前壁（切开不得超过气管直径的50%） ，从切口处伸入剪刀，再向头端剪一小口，使整个切口成倒“T”形。(4) 气管插管：左手提起备用线，右手将一适当口径的“Y”形气管插管，由切口处向胸腔方向插入气管腔内（图8-2） ，将备用线结扎，再于插管分叉处打结固定，以防滑脱。图 8-2 家兔气管插管2颈部动脉插管术一般
8、在气管插管术后进行。用止血钳夹住气管左侧肌肉向外牵拉，可在气管左侧深部看到一条深红色较粗大的血管，用手触之有搏动感，此即为颈总动脉。仔细分离血管鞘膜，防止损伤神经，游离出34cm 长的颈总动脉血管。在此血管下面穿入两条线备用。 待游离出足够长的颈总动脉后，结扎其远心端， 在近心端夹一动脉夹，另一线在动脉夹与远端结扎线之间打一活结（动脉夹与远端结扎线之间的距离应不小于3cm） 。提起结扎线，用眼科剪的尖部呈30 角，在动脉夹远端靠近结扎处的血管前壁上剪一斜形切口。由切口处向心脏方向插入充满0.5%肝素的动脉插管，用已成活结的备用线将其扎紧，并将余线在动脉插管的突起处结扎固定（见图11 - 8）
9、。取下动脉夹即可记录血压信号。3股静脉插管术动物麻醉后仰卧固定于手术台上，在腹股沟三角区备皮。沿血管走向做 45cm 皮肤切口，用弯形止血钳分离肌肉和深部筋膜，暴露出神经和股血管。由外向内分别为股神经、股动脉及股静脉。用玻璃分针或蚊式钳仔细分离出一段股静脉，在其下面穿过两根丝线备用。先用静脉夹夹住股静脉的近心端血管，待血管内血液充盈后在结扎股静脉远心端。然后提起结扎线，用眼科剪的尖部与血管前壁呈30 角，在紧靠结扎线近心端处剪一斜口。 由切口处向心脏方向插入充满生理盐水的静脉插管，用另一备用线将其扎紧，并将余线结扎在静脉插管的突起处以防止滑脱（或将近心端结扎线余线与静脉插管平行拉直后用远心端的
10、结扎线一并结扎固定）。4输尿管插管术(1) 动物麻醉后仰卧固定于手术台上，在耻骨联合以上腹部备皮。(2) 自耻骨联合上缘约0.5cm 处沿正中线向上作34cm 的皮肤切口， 用止血钳提起腹白线两侧的腹壁肌肉，再用手术剪沿腹白线剪开腹壁及腹膜（注意勿伤及腹腔脏器）。(3) 将膀胱翻出切口外（勿使小肠外露，以免血压下降） ，在其底部两侧找到两条透明、光滑的小管，此即输尿管。(4) 在输尿管靠近膀胱处穿过一条丝线，并打一活结备用。 用镊柄或食指挑起输尿管后，再用眼科剪剪一斜口。由切口处向肾脏方向插入充满生理盐水的输尿管插管，并用备用丝线扎紧并固定之，以防滑脱。放置好输尿管及其插管后可见管内有尿夜慢慢
11、流出。(5) 用同样的方法插入另一侧输尿管插管。(6) 术中及术后注意用温热盐水纱布覆盖手术切口以保持腹腔内的温度与湿度。术后也可用皮钳夹住腹腔切口关闭腹腔。5膀胱插管(1) 找出输尿管：操作过程同输尿管插管术的(1)、(2)、(3)步。(2) 结扎尿道：在输尿管下方穿一条丝线，翻转膀胱（注意避开输尿管）结扎尿道。(3) 插入膀胱漏斗：在膀胱顶部血管较少处行荷包缝合，然后用眼科剪在荷包缝合圈内剪一小口，将充满水的膀胱漏斗由切口处插入膀胱，使漏斗对准输尿管开口处并贴紧膀胱壁。拉紧缝合线并结扎固定。术后用温盐水纱布覆盖腹部切口。除上述几种插管外，在采集消化液时还需要进行胰导管、胆总管等插管，其操作
12、方法大致与静脉插管相似，此不赘述。五、动物的急救在动物实验过程中可能会因麻醉过量、大失血、 过强的创伤、 分泌物或血块堵塞气管等，而使动物出现血压急剧下降、呼吸不规则甚至停止、角膜反射消失等临床死亡症状。对此应立即进行抢救。首先要查明原因，根据动物情况制定急救措施。1麻醉过量的急救(1) 实验动物呼吸变慢、不规则或停止，但仍有心跳时，可进行人工呼吸或给予呼吸中枢兴奋剂。 人工呼吸： 用双手或单手按一定节律压迫动物胸廓进行人工呼吸。也可立即切开动物气管， 插入气管插管， 然后连接电动人工呼吸器进行人工呼吸。动物自主呼吸一旦恢复，即可停止人工呼吸。注射呼吸中枢兴奋剂：可从静脉一次注射1%的山梗菜碱
13、0.5ml或 25%的尼可刹米1ml 等。山梗菜碱可刺激颈动脉体化学感受器，反射性引起呼吸中枢兴奋；对呼吸中枢也有轻微的直接兴奋作用；同时亦可升高血压。尼可刹米则直接兴奋呼吸中枢，使呼吸加深加快，但其对血管运动中枢的兴奋作用较弱。(2) 呼吸、心跳均停止时，在施用上述方法的同时，可注射强心剂。用1:10 000 的肾上腺素作静脉注射，必要时可直接作心脏内注射。肾上腺素具有增强心肌收缩力、提高房室传导速度、扩张冠状动脉、增强心肌供血、供氧、改善心肌代谢、刺激心脏起搏点等作用。当动物注射肾上腺素后，心脏仍跳动无力时，可从静脉或心腔内注射1%氯化钙 5ml。钙离子可使心肌收缩力增强，升高血压。2窒息
14、的处理在动物麻醉后，呼吸道分泌物增多且不易排出，或气管插管术中出血形成血凝块， 均可堵塞气管而造成窒息。此时， 应立即拔出气管插管，清除气管内分泌物及血块，冲洗气管插管使其畅通。然后，再将气管插管重新插入。3大失血、血压下降的处理(1) 暂停实验，查明出血部位立即止血（血压极低或记录不到血压时，还需排除因血凝块堵塞动脉插管等情况）。(2) 快速输液，增加血容量：可经静脉快速输入温生理盐水使血量增加以恢复血压；也可静脉注入高渗葡萄糖液，通过其对动物血管内感受器的刺激，反射性引起血压和呼吸的改善。(3) 静脉注射1:10 000 的肾上腺素。(4) 采取保温措施，防止动物体温下降。待血压恢复后再进
15、行实验。六、实验动物的处死在急性动物实验结束后，通常需要将动物处死。实验动物的处死方法有很多，可根据实验动物的种类选择处死方法。1注射麻醉法注射麻醉处死法主要用于豚鼠和家兔。一般可用巴比妥类经静脉、心脏和腹腔快速过量注射，麻醉处死动物 （动物不同， 用量差别较大，一般为正常麻醉用量的3 倍以上）。2空气栓塞法空气栓塞法主要用于大动物的处死。用注射器将空气快速注入待处死动物相应的静脉内，使动物快速死亡。 注入静脉的空气可随着血液循环到全身，造成肺动脉、冠状动脉等阻塞，发生严重的血液循环障碍，动物很快死亡。 一般处死家兔和猫需注入空气1020ml；处死狗需注入空气70150ml 。3急性失血法该法
16、可用于各种实验动物的处死。方法：利用实验中的颈部或股部手术切口， 切断动物的颈动脉、颈静脉或股动脉、股静脉血管， 快速大量放血致使动物死亡。也可用粗针头刺入心脏抽取大量血液，使动物失血而死。大鼠或小鼠则可通过摘除眼球使眼眶动、静脉大量出血而致死。4CO2吸入法CO2吸入处死适用于各种动物。将动物放入相对封闭的容器内，通入纯 CO2气体，或放入CO2凝固块，直到动物停止呼吸致死。5吸入麻醉法使动物吸入过量的乙醚而死。6颈椎脱臼法颈椎脱臼法最常用于大、小白鼠的处死。其方法：用左手的拇指和食指用力向下按住鼠头，右手抓住鼠尾， 用力向后拉动， 使动物颈椎脱臼，脊髓与脑断离而迅速死亡。大鼠用此法处死时需抓住鼠尾根部，加大力量向后上方拉。7击打法击打法主要用于大、小白鼠或家兔的处死。右手抓住鼠尾提起后，用力摔击其头部，鼠痉挛后立即死亡。用小木锤猛击家兔后脑部，损坏延脑，使其猝死。附：慢性动物实验的基本操作技术简介慢性动物实验的手术操作技术与急性动物实验基本相同。但由于慢性实验动物在手术后还需存活较长时间，所以除要求手术操作技术熟
