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1、如何做好PCR(二)：PCR反应体系与反应条件标准的 PCR 反应体系 ： 10扩增缓冲液 10ul4种dNTP混合物 各200umol/L引物 各10100pmol模板DNA 0.12ugTaq DNA聚合酶 2.5uMg2+ 1.5mmol/L 加双或三蒸水至 100ul PCR 反应五要素： 参加 PCR 反应的物质主要有五种即引物、酶、 dNTP 、模板和 Mg2+。引物： 引物是 PCR 特异性反应的关键， PCR 产物的特异性取决于引物与模板 DNA 互补的程度。理论上，只要知道任何一段模板 DNA 序列， 就能按其设计互补的寡核苷酸链做引物，利用 PCR 就可将模板 DNA 在体
2、外大量扩增。 设计引物应遵循以下原则： 引物长度： 15-30bp ，常用为 20bp 左右。 引物扩增跨度： 以 200-500bp 为宜，特定条件下可扩增长至 10kb 的片段。 引物碱基： G+C 含量以 40-60% 为宜， G+C 太少扩增效果不佳， G+C 过多易出现非特异条带。 ATGC 最好随机分布，避免 5 个以上的嘌呤或嘧啶核苷酸的成串排列。 避免引物内部出现二级结构，避免两条引物间互补，特别是 3 端的互补，否则会形成引物二聚体，产生非特异的扩增条带。 引物 3 端的碱基，特别是最末及倒数第二个碱基，应严格要求配对，以避免因末端碱基不配对而导致 PCR 失败。 引物中有或
3、能加上合适的酶切位点， 被扩增的靶序列最好有适宜的酶切位点， 这对酶切分析或分子克隆很有好处。 引物的特异性：引物应与核酸序列数据库的其它序列无明显同源性。 引物量： 每条引物的浓度 0 . 1 1umol 或 10 100pmol ，以最低引物量产生所需要的结果为好，引物浓度偏高会引起错配和非特异性扩增，且可增加引物之间形成二聚体的机会。 酶及其浓度：目前有两种 Taq DNA 聚合酶供应， 一种是从栖热水生杆菌中提纯的天然酶，另一种为大肠菌合成的基因工程酶。催化一典型的 PCR 反应约需酶量 2 - 5U( 指总反应体积为 100ul 时 ) ，浓度过高可引起非特异性扩增，浓度过低则合成产
4、物量减少。 dNTP 的质量与浓度：dNTP 的质量与浓度和 PCR 扩增效率有密切关系，dNTP 粉呈颗粒状，如保存不当易变性失去生物学活性。 dNTP 溶液呈酸性，使用时应配成高浓度后，以 1M NaOH 或 1M Tris -HCl 的缓冲液将其 PH 调节到 7.0 7.5 ，小量分装，于 -20 冰冻保存。多次冻融会使 dNTP 降解。在 PCR 反应中， dNTP 应为 50 200umol/L ，尤其是注意 4 种 dNTP 的浓度要相等 ( 等摩尔配制 ) ，如其中任何一种浓度不同于其它几种时 ( 偏高或偏低 ) ，就会引起错配。浓度过低又会降低 PCR 产物的产量。 dNTP
5、 能与 Mg2+ 结合，使游离的 Mg2+ 浓度降低。 模板：模板核酸的量与纯化程度，是 PCR 成败与否的关键环节之一。传统的 DNA 纯化方法通常采用 SDS 和蛋白酶 K 来消化处理标本。 SDS 的主要功能是溶解细胞膜上的脂类与蛋白质，因而溶解膜蛋白而破坏细胞膜，并解离细胞中的核蛋白， SDS 还能与蛋白质结合而沉淀； 蛋白酶 K 能水解消化蛋白质，特别是与 DNA 结合的组蛋白，再用有机溶剂酚与氯仿抽提掉蛋白质和其它细胞组份，用乙醇或异丙醇沉淀核酸。提取的核酸即可作为模板用于 PCR 反应。一般临床检测标本，可采用快速简便的方法溶解细胞，裂解病原体，消化除去染色体的蛋白质使靶基因游离
6、，直接用于 PCR 扩增。 RNA 模板提取一般采用异硫氰酸胍或蛋白酶 K 法，要防止 RNase 降解 RNA 。 Mg2+ 浓度： Mg2+ 对 PCR 扩增的特异性和产量有显著的影响，在一般的 PCR 反应中，各种 dNTP 浓度为 200umol/L 时， Mg2+ 浓度为 1.5 -2.0mmol/L 为宜。 Mg2+ 浓度过高，反应特异性降低，出现非特异扩增，浓度过低会降低 Taq DNA 聚合酶的活性，使反应产物减少。 PCR反应条件的选择 PCR 反应条件为温度、时间和循环次数。 温度与时间的设置： 基于 PCR 原理三步骤而设置变性 - 退火 - 延伸三个温度点。在标准反应中
7、采用三温度点法，双链 DNA 在 90 95 变性，再迅速冷却至 40 60 ，引物退火并结合到靶序列上，然后快速升温至 70 75 ，在 Taq DNA 聚合酶的作用下，使引物链沿模板延伸。对于较短靶基因 ( 长度为 100 300bp 时 ) 可采用二温度点法， 除变性温度外、退火与延伸温度可合二为一，一般采用 94 变性， 65 左右退火与延伸 ( 此温度 Taq DNA 酶仍有较高的催化活性 ) 。 变性温度与时间：变性温度低，解链不完全是导致 PCR 失败的最主要原因。一般情况下， 93 94 lmin 足以使模板 DNA 变性，若低于 93 则需延长时间，但温度不能过高，因为高温环
8、境对酶的活性有影响。此步若不能使靶基因模板或 PCR 产物完全变性，就会导致 PCR 失败。 退火 ( 复性 ) 温度与时间：退火温度是影响 PCR 特异性的较重要因素。变性后温度快速冷却至 40 60 ，可使引物和模板发生结合。由于模板 DNA 比引物复杂得多，引物和模板之间的碰撞结合机会远远高于模板互补链之间的碰撞。退火温度与时间，取决于引物的长度、碱基组成及其浓度，还有靶基序列的长度。对于 20 个核苷酸， G+C 含量约 50% 的引物， 55 为选择最适退火温度的起点较为理想。引物的复性温度可通过以下公式帮助选择合适的温度： Tm值(解链温度) = 4(G+C)2(A+T) 复性温度
9、 = Tm值 -(5-10) (5到10)在 Tm 值允许范围内， 选择较高的复性温度可大大减少引物和模板间的非特异性结合， 提高 PCR 反应的特异性。复性时间一般为 30 60sec ，足以使引物与模板之间完全结合。 延伸温度与时间： Taq DNA 聚合酶的生物学活性： 7080： 150核苷酸/S/酶分子 70： 60核苷酸/S/酶分子 55： 24核苷酸/S/酶分子 高于90时， DNA合成几乎不能进行。 PCR 反应的延伸温度一般选择在 70 75 之间，常用温度为 72 ，过高的延伸温度不利于引物和模板的结合。 PCR 延伸反应的时间，可根据待扩增片段的长度而定，一般 1Kb 以内的 DNA 片段，延伸时间 1min 是足够 的。 3 4kb 的靶序列需 3 4min ；扩增 10Kb 需延伸至 15min 。延伸进间过长会导致非特异性扩增带的出现。对低浓度模板的扩增，延伸时间要稍长些。 循环次数：循环次数决定 PCR 扩增程度。 PCR 循环次数主要取决于模板 DNA 的浓度。一般的循环次数选在 30 40 次之间，循环次数越多，非特异性产物的量亦随之增多。
