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1、小鼠实验操作小鼠实验操作（一）、实验动物的选择原则1、尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物2、选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的；3、根据人与实验动物对同一刺激的反应差异，选用具有明显反应的动物；4、根据生物医学研究必须达到的精确度，选用结构功能简单又能反映研究指标的动物；5、选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物6、选用与实验设计、技术条件、实验方法等相适应的标准化动物7、在不影响实验目的与结果的前提下,选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；8、供实验用的动物应具备质量合格证。（二）、常用实验动物的特点1、小白鼠就是实验室最常用的一种动物。易于大量繁殖且价廉，适
2、用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药 物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。2、大白鼠与小白鼠相似。一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关 节炎的模型。此外，也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插笥或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。大白鼠的 血压与人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。3、豚鼠就是实验室常用动物之一。对组织胺很敏感容易致敏，常用于平喘药与抗组胺药的实验。对结核菌亦敏感故也用于 抗结核药的研究。此外还用于离体心脏及平滑肌实验，其乳头肌与心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验 研究抗心律失常药物的
3、机理。（三）、实验动物选择的注意事项由于动物对外界刺激的反应存在个体差晃在选择实验动物时,还应注意动物的年龄、体重、性别、生理状态、 健康状况及其品系、等级等因素对实验的影响。二、实验动物的性别鉴别与编号（一）、实验动物的性别鉴别药理学实验常用的动物中，较大的动物（如家兔、猫、犬等）可以从生殖器分辨其性别,而较小的动物（如小白鼠、 大白鼠、豚鼠等）的性别鉴别，通常以肛门与生殖孔之间的距离来判断距离近者为雌性，距离远者为雄性。（二）、实验动物的编号药理实验中常用多只动物同时进行实验，为避免混乱应将动物进行编号。实验动物编号的目的在于将观察范围内 的同种动物进行区别，以便于观察。常用的方法有染色法
4、、耳缘剪孔法、烙印法与号牌法箸可根据实验目的、动物 种类与具备的条件选用，一般编号应具有清晰易辨、简便耐久的特点。猫、犬、兔等较大的动物可用特别的号码牌固 定于身上。小白鼠、大白鼠及白色家兔等用黄色苦味酸涂于动物不同部位进行染色标记而编号。例如在小白鼠，右前 肢皮肤外侧涂色标记为1号,腹部右外侧皮肤涂色标记为2号,右后肢皮肤外侧涂色标记为3号,头部皮肤涂色标记为 4号,背部正中皮肤标记为5号，尾巴根部标记为6号,7、8、9号在左侧同1、2、3号，第10号不涂黄色。大白鼠的编 号与小白鼠相同。第二节实验动物的捉拿、给药与处死方法（一）、小白鼠、大白鼠1、捉拿法:小白鼠可采取双手法与单手法两种形式
5、。双手法:右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其她粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。此时迅速用左 手拇指与食指捏住小白鼠颈背部皮肤（图1）,并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。单手法:小白鼠置于笼盖上，先用左手食指与拇指抓住鼠尾手掌尺侧及小指夹住尾根部，然后用左手拇指与食指 捏住颈部皮肤。大白鼠 容易激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套或用厚布盖住大鼠先用右手抓住鼠尾,再用左手拇指与食指握住头 部，其余手指与手掌握住背部与腹部(图2)。不要用力过大，切勿捏其颈部，以免窒息致死。2、给药方法小白鼠(1) 、灌胃(po)：左手固定小鼠，右手持灌胃器，灌胃针头自口角进入口腔，紧贴上腭插入
6、食道(图3),如遇阻力，将灌胃针 头抽回重插，以防损伤。常用灌胃量为0、10、2 ml/10g。(2) 、皮下注射(ih):可用腹部、背部、腹股沟的皮下，此处皮肤比较松弛，也可由助手协助。注药量一般为0、10、2 ml/10g。(3) 、肌肉注射(im):一人抓住小鼠头部皮肤与尾巴另一人持连4号针头的注射器，将针头刺入后腿外侧肌肉。注射量 一般不超过0、10、2 ml/只。(4) 、静脉注射(iv):将小鼠置入固定器，酒精涂擦尾部，以使血管扩张。自尾部末端刺入刺入血管后抽针芯可见回血。常用注射量为0、10、2 ml/10g。(5)、腹腔注射(ip):将小鼠固定后，从下腹部外侧进针，深度较皮下注
7、射深(图4)。常用注射量为0、10、2 ml/10g。大鼠灌胃、腹腔注射、皮下注射及尾静脉注射与小鼠相似。静脉注射也可在麻醉下行舌下静脉注射。3、处死方法、颈椎脱位法：术者左手持镊子或用拇指、食指固定小鼠头后部，右手捏住鼠尾，用力向后上方牵拉，听到鼠颈部喀擦声即颈椎脱位，脊髓断裂,鼠瞬间死亡。(2) 、打击法:用手抓住鼠的尾并提起，朝地面用力撞击鼠头致死(也可用小木锤用力打击鼠头(3) 、吸入麻醉法:吸过量的乙醚。(4) 、大量放血法:可采用眼眶动、静脉放血致死。(5) 、空气栓塞法:将空气急速注入静脉致死。小白鼠可注入0、3-0、5ml空气。(三) 、豚鼠1、捉拿法：豚鼠性情温顺不咬人，可用
8、左手直接从背侧握持前部躯玉体重小者用一只手捉持，体重大者宜用双手，右手托住臀部(图6)2、给药方法灌胃(见图6)、皮下注射、肌肉注射及腹腔注射方法基本同小鼠给药量稍多。静脉注射可选后脚掌外侧静脉或颈外 静脉腰I 5曲鼠的捉篁方祛w麻厨.的濯罔方湄3、处死方法豚鼠可采用注射麻醉法,即注射戊巴比妥钠麻醉处死。豚鼠可注射麻醉剂量的3倍以上的量腹腔内注射。还可采用吸 入麻醉法。第二节实验动物的取血方法一、小鼠与大鼠1、剪尾取血法：将清醒鼠装入深颜色的布袋中，将鼠身裹紧，露出尾巴，用酒精涂擦或用温水浸泡使血管扩张，剪断尾尖后，尾静脉血即 可流出，用手轻轻地从尾根部向尾尖挤捏可取到一定量的血液。取血后，用
9、棉球压迫止血。也可采用交替切割尾静脉 方法取血。用一锋利刀片在尾尖部切破一段尾静脉，静脉血即可流出，每次可取0、30、5 ml,供一般血常规实验。三 根尾静脉可替换切割，由尾尖向根部切割。由于鼠血易凝，需要全血时，应事先将抗凝剂置于采血管中，如用血细胞混悬 液，则立即与生理盐水混合。2、眼球后静脉丛取血法：左手持鼠，拇指与中指抓住颈部皮肤，食指按压头部向下，阻滞静脉回流,使眼球后静脉丛充血，眼球外突。右手持1%肝 素溶液浸泡过的自制吸血器，从内毗部刺入，沿内下眼眶壁,向眼球后推进45 mm,旋转吸血针头，切开静脉丛，血液自 动进入吸血针筒,轻轻抽吸血管（防止负压压迫静脉丛使抽血更困难），拔出吸
10、血针，放松手压力，出血可自然停止。也可 用特制的玻璃取血管（管长710 cm,前端拉成毛细管，内径0、11、5 mm,长为1 cm,后端管径为0、6 cm）。必要时 可在同一穿刺孔重复取血。此法也适用豚鼠与家兔。3、眼眶取血法：左手持鼠,拇指与食指捏紧头颈部皮肤，使鼠眼球突出,右手持弯镊或止血钳，钳夹一侧眼球部,将眼球摘出,鼠倒置，头部 向下，此时眼眶很快流血，将血滴入预先加有抗凝剂的玻璃管内，直至流血停止。此法由于取血过程中动物未死,心脏不 断跳动，一般可取鼠体重4%5%的血液量,就是一种较好的取血方法，但只适用一次性取血。4、心脏取血：动物仰卧固定于鼠板上，用剪刀将心前区毛剪去，用碘酒、酒
11、精消毒此处皮肤，在左侧第34肋间用左手食指摸到心搏, 右手持连有45号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针头正确刺入心脏时，鼠血由于心脏跳动的力量，血自然进 入注射器。5、断头取血：实验者带上棉手套,用左手抓紧鼠颈部位，右手持剪刀，从鼠颈部剪掉鼠头迅速将鼠颈端向下，对准备有抗凝剂的试管， 收集从颈部流出的血液，小鼠可取血0、81、2 ml,大鼠可取血510 ml。6、颈动静脉、股动静脉取血：麻醉动物背位固定，一侧颈部或腹股沟部去毛，切开皮肤，分离出静脉或动脉，注射针沿动静脉走向刺入血管。20 g小鼠 可抽血0、6 ml,300 g大鼠可抽血8 ml。也可把颈静脉或颈动脉用镊子挑起剪断用试管取
12、血或注射器抽血，股静脉连 续多次取血时，穿刺部位应尽量靠近股静脉远心端。二、豚鼠1、心脏取血：需二人协作进行，助手以两手将豚鼠固定，腹部面向上，术者用左手在胸骨左侧触摸到心脏搏动处一般在第46肋间、 选择心跳最明显部位进针穿刺。针头进入心脏,则血液随心跳而进入注射器内，取血应快速，以防在试管内凝血。如认 为针头已刺入心脏,但还未出血时，可将针头慢慢退出一点即可。失败时应拔出重新操作，切忌针头在胸腔内左右摆动, 以防损伤心脏与肺脏而致动物死亡。此法取血量大可反复采血。2、背中足静脉取血：小鼠实验操作助手固定动物，将其右或左后肢膝关节伸直提到术者面前，术者将动物脚背用酒精消毒，找出背中足静脉，以左手的拇 指与食指拉住豚鼠的趾端，右手拿注射针刺入静脉，拔针后立即出血，呈半球状隆起，用纱布或棉花压迫止血。可反复取 血，两后肢交替使用。
