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1、实验动物的给药措施在动物实验中,为了观测药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。给药的途径和措施多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等状况拟定。（一)注射给药法. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤,右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。小鼠在背部或前肢腋下,大鼠在背部或侧下腹部；豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位； 兔在背部或耳根部注射; 蛙可在脊背部淋巴囊注射； 狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔半晌，防药液逸出。2. 皮内注射此法用于观测皮肤血管的通透性变化或观测皮内反映。 如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注
2、入皮内,观测其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观测指标之一。措施是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后,用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。3.肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其她溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管通过的部位,多选臀部。注射时针头要垂直迅速刺入肌肉,如无回血现象即可注射。给大、小鼠作肌肉注射时,选大腿外侧肌肉进行注射。4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒,然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下,沿皮下向前推动约05厘米,再使针头与皮肤呈45度角方
3、向穿过腹肌刺入腹腔,此时有落空感,回抽无肠液、尿液后,缓缓推入药液。此法大小鼠用的较多。5.静脉注射是将药液直接注射于静脉管内,使其随着血液分布全身，迅速奏效。但排泄较快，作用时间较短。小鼠、大鼠的静脉注射:常采用尾静脉注射。鼠尾静脉共有3根,左右两侧和背侧各根,两侧尾静脉比较容易固定,故常被采用。操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物替代）,用75酒精棉球反复擦试使血管扩张,并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈,注射时针头尽量采用与尾部平行的角度进针。开始注射时宜少量缓注,如无阻力，表达针头已进入静脉,这时用左手指将针和尾一起固定起来,
4、解除对尾根部的压迫后，便可进行注射。如有白色皮丘浮现,阐明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，尽量从尾的末端开始。一次的注射量为每10体重00.ml。豚鼠的静脉注射:一般采用前肢皮下头静脉。鼠的静脉管壁较脆,注射时应特别注意。兔的静脉注射：一般采用外耳缘静脉,因其表浅易固定。注射部位除毛,用5的酒精消毒，手指轻弹兔耳,使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端,无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入,然后拔出针头，用手压迫针眼半晌以止血。狗
5、的静脉注射：狗的静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧的小隐静脉。注射部位除毛后,在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧,使血管充盈，从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入,回抽注射器针栓,如有回血,即可放开像皮带,将药液缓缓注入。6. 淋巴囊注射蛙类常采用此法,其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸取。腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下,即进入淋巴囊，然后注入药液。（二）经口给药法1. 口服法:口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。一般合用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验,制造某些与食物有
6、关的人类疾病动物模型。此法长处是简朴以便,缺陷是剂量不能保证精确，且动物个体间服药量差别较大。大动物在予以片剂、丸剂、胶囊剂时,可将药物用镊子或手指送到舌根部,迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高,使其自然吞咽。2. 灌胃法:在急性实验中，多采用灌胃法。此法剂量精确。灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。小鼠的灌胃针长约4cm,直径为1mm，大鼠的灌胃针长约68c，直径约mm。灌胃针的尖端焊有一小圆金属球,金属球为中空的。焊金属球的目的是避免针头刺入气管或损伤消化道。针头金属球端弯曲成2左右的角度，以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。鼠类的灌胃法:用左手固定鼠
7、,右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口腔插入，压迫鼠的头部,使口腔与食道成始终线,将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微的阻力,此时可略变化一下灌胃针方向,以刺激引起吞咽动作,顺势将药液注入。一般灌胃针插入小鼠深度为34cm,大鼠或豚鼠为46m。常用灌胃量小鼠为0.1m，大鼠1m，豚鼠5ml。狗、兔的灌胃法:先将动物固定,再将开口器的小孔插入动物口中，再慢慢沿上鄂壁插入食道,将灌胃管的外端浸入水中，如有气泡逸出，则阐明灌胃管误入气管，需拔出重插。插好后,将注射器连于灌胃管将药液推入。灌胃结束后，先拔出灌胃管，再拿出开口器。一次灌胃能耐受的最大容积兔为0100ml，狗为 20 250。（三)其他途径
8、给药措施1 呼吸道给药:呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气，均需要通过动物呼吸道给药。如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛。2皮肤给药:为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸取作用、局部作用、 致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药措施。如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上,药液经皮肤吸取。. 脊髓腔内给药：此法重要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。4. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内，然后观测接种后的多种变化。. 直肠内给药:此种措施常用于动物麻醉。兔直肠内给药时,常采用灌肠的胶
9、皮管或用14号导尿管替代。6. 关节腔内给药：此法常用于关节炎的动物模型复制。大鼠给药措施一、大鼠灌胃大鼠灌胃是最常用的给药措施之一。灌胃所用的针头可以从市场上购买，操作措施和小鼠灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠的手法和小鼠有所不同。大鼠灌胃是在苏醒状态下进行的，不需要麻醉。大鼠的灌胃针长约68cm，直径约1.2m。大鼠灌胃时,右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对,抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠的头部和颈部及躯干呈始终线，不需要固定大鼠的尾巴，就可以实行灌胃操作了,其他的操作均和小鼠同样。大鼠一般灌胃量为1m100体重，因此一般大鼠灌入ml是可以的。大鼠的灌胃给药体积一般为510ml/
10、kg。但是药物的浓度是需要自己按照动物实验措施学的措施进行换算：0g大鼠相应70g人的折算系数为.08。 二、大鼠腹腔注射腹腔注射是常用的给药方式,特别是在麻醉时。常用的麻醉措施均是麻醉药物腹腔注射。大鼠腹腔注射的措施和小鼠基本相似。1.大鼠腹腔注射可以用5ml的注射器,配合7号针头。.腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴,此外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，避免注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，避免刺伤腹部器官。3特别是对于体重较小的大鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离,最佳是从腹部一侧进针,穿过腹
11、中线后在腹部的另一侧进入腹腔,注射完药物后,缓缓拔出针头,并轻微旋转针头，避免漏液。4.大鼠腹腔注射的给药容积一般为510ml/kg。三、大鼠尾静脉注射 这也是常用的操作，稍微有点难度,没有指引的话，一开始也许会感觉有点手足无措。但是可以肯定的说,只要掌握了措施，大鼠的尾静脉注射还是很容易的。总的来说,大小鼠的尾静脉注射难度相称,纯熟后，大鼠应当比小鼠注射更容易，由于大鼠的尾巴较粗,并且血管也较粗,进针的手感比较好找。但是大鼠年龄增大后,尾部鳞片也较厚,此时尾静脉注射难度会加大，进针点宜选择两个鳞片的间隙，以利于针尖顺利刺入。操作环节:1 一方面要固定大鼠,最简朴的固定措施就是把大鼠麻醉，然后
12、大鼠躺在那里不动，就可以顺利操作了。但是我们往往需要多次给药，就是单次给药的话，每只都麻醉的话,也很麻烦,并且还要考虑麻醉对实验成果和动物的影响，因此,有必要找此外的措施固定了。再有的固定措施就和小鼠类似，做一种圆筒，最佳是金属做的，（可以在本地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做)一方面是金属比较结实，并且可以用来固定在铁架台上,以便操作。圆筒的一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔,可以让大鼠的尾巴伸出来(中间的小孔可以用胶布缠一下，避免锐利的边沿割伤大鼠尾巴)。此外一段可以用金属网的构造,网的形状可以做成子弹头的头端形状。网状构造可以让光线透近来,以便大鼠钻进圆筒里面。圆筒的长度约20m，直
13、径约58,可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的大鼠。操作的时候，可以把圆筒固定在铁架台上面,有铁丝网的一面稍微向上,拔下此外一头的盖子，抓住大鼠的尾巴，悬空大鼠，让大鼠的头部接近圆筒,稍微引导一下，大鼠就会钻进圆筒，将大鼠的尾巴穿过盖子中间的小孔，盖上盖子，向外拉直大鼠尾巴,就可以进行下一步操作了。也有直接运用大鼠笼盖的铁丝网固定大鼠,向上面小鼠固定的措施固定大鼠，那是高手所为,总共只需要一次到两次的静脉注射时可以试用,不推荐使用。2.固定好大鼠后就是注射了，一般用一次性的5ml的注射器,清除针头,接上5.号的头皮针,用头皮针穿刺,个人感觉比较以便,并且便于固定针头。3.注射前一方面要
14、让大鼠的血管充盈。可以采用5%的酒精棉球擦拭的措施或者采用温水浸泡的措施，(一般水浴温度5度左右),大概2分钟就可以让尾部左右二侧静脉充足扩张,用电吹风的热风吹大鼠尾部,这种使静脉扩张的措施不仅快并且操作以便,但要控制好吹的方式,不要弄伤动物。若大鼠的血管很不清晰，推荐采用温水浸泡的措施,水温以不烫手为宜。温水浸泡23分钟后,取出大鼠尾巴,用干棉球擦拭。等一会儿,待血管充盈后,酒精棉球擦拭后就可以进针了。若血管还不充盈,可以反复用温水浸泡，切不可冒险注射,除非你手法很纯熟,另当别论。.大鼠尾部共有四条血管，一般觉得左右的两条静脉比较容易注射,多采用这两条静脉进针。一般规定进针部位接近大鼠的尾端
15、,这样若注射失败的话，还可以再向上选择进针点。但是进针部位也不可以太靠下，由于越往下,静脉越细,操作越难，一般以大鼠尾巴下三分之一的位置比较好。5.最核心的就是进针了。进针时操作者左手食指和拇指固定住大鼠的尾巴,让大鼠的尾巴在通过拇指后向下弯曲,进针点接近拇指指甲。针头和血管呈约3角，针尖斜面朝上,轻轻挑刺入皮肤后针头立即和血管平行，一般状况下一次就可以进入血管，可以将针头刺入血管一大半，轻轻回抽针栓，看见有明显的回血,就可以推注药液了,正常状况下，推注的过程应当没有明显阻力,血管也不会鼓起。推液时动作宜轻柔,若发现血管鼓起，那是针头没有刺入血管,需立即拔出针头，重新注射。（正常状况下,均可以看见回血,若没有回血，9成是没有进入血管,不要推药，拔出针头，重新穿刺，以防推注药液导致大鼠尾巴皮下水肿，加大穿刺的难度，若是带有颜色的液体,如伊文斯兰，就更要注意)6.注射结束后,轻轻拔出针头,可以用干燥的棉球压一下进针点,避免液体回漏。四、大鼠舌静脉注射大鼠的舌静脉给药比较少见，由于她需要在麻醉状态下方可以操作。不麻醉的状况下也不是不可以，但是若不麻醉的话,既不符合动物福利,也很容易失败，并且操作人员也容易受伤。一般在做垂体后叶素致大鼠心肌缺血的实验中,垂体后叶素的静脉注射采用舌静脉注射
