《生理学实验指导》由会员分享，可在线阅读，更多相关《生理学实验指导（30页珍藏版）》请在金锄头文库上搜索。
1、 生理学实验指导 医学院机能学实验室 PDF created with FinePrint pdfFactory Pro trial version http:/实验1生理学综合实验基本操作训练 实验目的 学习哺育动物手术器械的使用方法 实验器械 兔手术器械(哺乳类手术器械) 1)手 术 刀 用于切开皮肤和脏器。 2)手术剪刀 弯形剪用于剪毛，其余同蛙手术器械。 3)镊 子 同蛙手术器械 4)止 血 钳 用于止血，分离和牵拉组织。 5)骨 钻 6)动 脉 夹 用于阻断动脉血流。 7)气管插管 用以插入气管，以保证呼吸道通畅。 8)血管插管 用以插入血管，供实验使用。 实验步骤： （一）术前准备
2、 1、麻醉与固定：取家兔一只，称重，耳缘静脉缓慢注射1戊巴比妥钠3ml/kg体重进行麻醉。注射时速度要慢，并注意观察动物情况。当动物四肢松软，呼吸变深变慢，角膜反射迟钝时，表明动物已被麻醉，即可停止注射。将动物背位固定于手术台上 2、备皮 （1）剪毛法 常用于急性实验。用一般弯剪刀帐号皮肤依次将手术范围内的皮毛剪去。勿用手提起毛剪之，以免剪破皮肤。 （2）拔毛法 适用于大、小白鼠和家兔耳缘静脉，以及后肢皮下静脉的注射、取血等。 （3）剃毛法 用于大动物的慢性实验。 3、消毒 常用于慢性实验，一般用碘伏（或强力碘等）或75%酒精常规消毒，但一般碘伏（或强力碘等）的效果较好。 （二）手术 1切开皮
3、肤 先用左手拇指和食指绷紧皮肤，右手持手术刀切开皮肤，切口大小以便于手术操作为宜。 2分离组织 有钝性和锐性分离两种。钝性分离不易损伤神经和血管等，常用于分离肌肉包膜、脏器和深筋膜等；锐性分离要求准确、范围小，避开神经、血管或其他脏器。 （1）颈动脉分离术 暴露气管，分别在颈部左右侧用止血钳拉开肌肉，于胸头肌与胸舌骨肌之间，可看到与气管平行的颈总动脉。它与迷走神经、交感神经、减压神经伴行于颈动脉鞘内（注意颈动脉有甲状腺动脉分支）。用玻璃分针小心分离颈动脉鞘，并分离出颈总动脉 3cm 左右，在其下面穿两条线，一线在近心端动脉干上打一虚结，供固定动脉套管用，另一线准备在头端结扎颈总动脉。 （2）迷
4、走神经、交感神经、减压神经分离术 按上法找到颈动脉鞘，先看清3条神经走行后用玻璃分针小心分开颈动脉鞘，切勿弄破动脉分支。辨认3条神经，迷走神经最粗，交感神经次之，减压神经最细，且常与交感神经紧贴在一起（一般先分离减压神经）。每条神经分离出23cm，并各穿两条不同色的、生理盐水润湿的丝线以便区分。 （3）股动脉、股静脉分离术 固定动物，在股三角区去毛，股三角上界为韧带，外侧为内收长肌，中部为缝匠肌。 沿血管走行方向切一个长约45cm的切口。用止血钳钝性分离肌肉和深筋膜，暴露神经、动脉、静脉（神经在外，动脉居中，静脉在内）。 分离静脉或动脉，在下方穿线备用。用温热生理盐水纱布覆盖于手术野。 PDF
5、 created with FinePrint pdfFactory Pro trial version http:/（4）膈肌分离术 剑突软骨分离术切开胸骨下端剑突部位的皮肤，并沿腹白线再切开长约 2cm 的切口。细心分离剑突表面的组织，并暴露剑突软骨与骨柄。用金冠剪剪断剑突骨柄。注意：不能剪得过深，以免伤及其下附着的膈肌。此时剑突软骨与胸骨完全分离。提起剑突，可见剑突随膈肌的收缩而自由运动。 （三）插管技术 1气管插管术 气管插管术是哺乳类动物急性实验中常用手术，可保证呼吸通畅；在开胸实验时，气管插管可接人工呼吸机；气管插管也利于乙醚麻醉；与呼吸换能器可压力换能器相连，可观察呼吸运动。 （
6、1）仰卧位固定动物，颈前区备皮，从甲状软骨以下沿正中线切开并逐层钝性分离，暴露气管。 （2）分离并游离气管。在气管下方（食管上方）穿粗线备用。 （3）在甲状软骨以下0.5cm处横向切开气管前壁，再向头端作纵向切口，使切口呈“”形。 （4）一手提线，另一手插气管套管，结扎固定。 2动脉插管术 （1）用注射器向管道系统注满肝素生理盐水，排尽气泡，检查管道系统有无破裂，动脉套管尖端是否光滑，口径是否合适。 （2）尽可能靠头侧结扎颈总动脉。用动脉夹尽量靠近心脏侧夹闭颈总动脉。两者之间相距23cm，以备插管。 （3）用眼科镊子提起颈总动脉，用锐利的眼科剪刀，靠近结扎处朝心脏方向剪一“V”形切口，注意勿剪
7、断颈总动脉。 （4）生理盐水润湿的动脉插管从切口向心脏方向插入颈总动脉，并保证套管与动脉平行以防刺破动脉壁。插入11.5cm左右，用线将套管与颈总动脉一起扎紧，以防脱落。 3静脉插管术 插管部位：兔在颈外静脉，猫、狗常在股静脉。在已好的静脉上，用线结扎远心端，在结扎处的近心侧的静脉上朝心脏方向剪一“V”形切口，将静脉套管向心脏方向插入静脉，结扎固定即可。 4其他插管技术 常因实验目的不同，需进行特殊插管术，如观察尿量需要膀胱插管或输尿管插管，观察某些药物对蛙心的影响时需要蛙心插管，做迷走神经和某些药物对胰液、胆汁分泌的影响时需在胰总管或胆总管插管等。其插管方法与上述基本相同。 实验2 坐骨神经
8、-腓肠肌标本制作 实验目的 学习生理学实验基本的组织分离技术； 学习和掌握制备蛙类坐骨神经-腓肠肌标本的方法； 了解刺激的种类。 实验原理 蛙类的一些基本生命活动和生理功能与恒温动物相似，若将蛙的神经-肌肉标本放在任氏液中，其兴奋性在几个小时内可保持不变。若给神经或肌肉一次适宜刺激，可在神经和肌肉上产生一个动作电位，肉眼可看到肌肉收缩和舒张一次，表明神经和肌肉产生了一次兴奋。在生理学实验中常利用蛙的坐骨神经-腓肠肌标本研究神经、肌肉的兴奋、兴奋性；刺激与反应的规律和肌肉收缩的特征等，制备坐骨神经腓肠肌标本是生理学实验的一项基本操作技术。 PDF created with FinePrint p
9、dfFactory Pro trial version http:/实验对象 蟾蜍或蛙 实验药品 任氏液 仪器与器械 普通剪刀、手术剪、眼科镊（或尖头无齿镊）、 金 属探针（解剖针）、 玻璃分针、蛙板、蛙钉、细线、培养皿、滴管、锌铜弓。 实验方法与步骤 1.破坏脑、脊髓 取蟾蜍一只，用自来水冲洗干净（勿用手搓）。左手握住蟾蜍，使其背部向上，用大拇指或食指使头前俯(以头颅后缘稍稍拱起为宜)。右手持探针由头颅后缘的枕骨大孔处垂直刺入椎管（图 5.1-1）。然 后将探针改向前刺入颅腔内，左右搅动探针23次，捣毁脑组织。如果探针在颅腔内，应有碰及颅底骨的感觉。 再将探针退回至枕骨大孔，使针尖转向尾端，
10、捻动探针使其刺入椎管，捣毁脊髓。此时应注意将脊柱保持平直。针进入椎管的感觉是，进针时有一定的阻力，而且随着进针蟾蜍出现下肢僵直或尿失禁现象。若脑和脊髓破坏完全，蟾蜍下颌呼吸运动消失,四肢完全松软，失去一切反射活动。此时可将探针反向捻动，退出椎管。如蟾蜍仍有反射活动，表示脑和脊髓破坏不彻底，应重新破坏。 2.剪除躯干上部、皮肤及内脏 用左手捏住蟾蜍的脊柱，右手持粗剪刀在前肢腋窝处连同皮肤、腹肌、脊柱一并剪断，然后左手握住蟾蜍的后肢，紧靠脊柱两侧将腹壁及内脏剪去(注意避开坐骨神经),并剪去肛门周围的皮肤，留下脊柱和后肢。 3.剥皮 一只手捏住脊柱的断端（注意不要捏住脊柱两侧的神经），另一只手捏住其
11、皮肤的边缘,向下剥去全部后肢的皮肤（图 5.1-2）。将 标本放在干净的任氏液中。将手及使用过的探针、剪刀全部冲洗干净。 4.分离两腿 用鑷子取出标本,左手捏住脊柱断端,使标本背面朝上，右手用粗剪刀剪去突出的骶骨（也可不进行此步）。然 后将脊柱腹侧向上，左手的两个手指捏住脊柱断端的横突，另一手指将两后肢担起，形成一个平面。此时用粗剪刀沿正中线将脊柱盆骨分为两半 (注意，勿伤坐骨神经)。将一半后肢标本置于盛有任氏液中备用,另一半放在蛙板上进行下列操PDF created with FinePrint pdfFactory Pro trial version http:/作。 5. 辩认蛙后肢的主
12、要肌肉，蛙类的坐骨神经是由第7、8、9对脊神经从相对应的椎间孔穿出汇合而成，行走于脊柱的两侧，到尾端（肛门处）绕过坐骨联合，到达后肢背侧，行走于梨状肌下的股二头肌和半膜肌之间的坐骨神经沟内，到达膝关节腘窝处有分支进入腓肠肌（图5.1-3）。 6.游离坐骨神经和腓肠肌 用蛙钉或左手的两个手指将标本绷直、固定。先在腹腔面用玻璃分针沿脊柱游离坐骨神经,然后在标本的背侧于股二头肌与半膜肌的肌肉缝内将坐骨神经与周边的结缔组织分离直到腘窝，但不要伤及神经，其分支待以后用手术剪剪断。 同样用玻璃分针将腓肠肌与其下的结缔组织分离并在其跟腱处穿线、结扎。 7.剪去其它不用的组织 操作从脊柱向小腿方向进行。 （1
13、）剪去多余的脊柱和肌肉 将后肢标本腹面向上，将坐骨神经连同 23节脊椎用粗剪刀从脊柱上剪下来。再将标本背面向上，用镊子轻轻提起脊椎，自上而下剪去支配腓肠肌以外的神经分支，直至腘窝（图 5.1-4(A)），并搭放在腓肠肌上。沿膝关节剪去股骨周围的肌肉，并将股骨刮净，用粗剪刀剪去股骨上端的1/3（保留2/3），制成坐 骨 神经-小腿的标本。 （2）完成坐骨神经腓肠肌标本 将脊椎和坐骨神经从腓肠肌上取下，提起腓肠肌的结扎 线剪断跟腱。用粗剪剪去膝关节以下部位，便制成了坐骨神经-腓肠肌标本（图5.1-4(B)）。 8.检验标本 用沾有任氏液的锌铜弓触及一下坐骨神经或用鑷子夹持坐骨神经中枢端,如腓肠肌发
14、生迅速而明显的收缩，说明标本的兴奋性良好。标本浸入盛有任氏液的培养皿中备用。 PDF created with FinePrint pdfFactory Pro trial version http:/ 注意事项 1.避免蟾蜍体表毒液和血液污染标本，压挤、损伤和用力牵拉标本，不可用金属器械触碰神经干。 2.在操作过程中，应给神经和肌肉滴加任氏液，防止表面干燥，以免影响标本的兴奋性。 3.标本制成后须放在任氏液中浸泡数分钟,使标本兴奋性稳定,再开始实验效果会较好。 4.热玻棒的温度防止过高,以免烫伤标本。 思考题 1.用用各种刺激检验标本兴奋性时，为什么要从中枢端开始？ 实验3 蛙坐骨神经双相、
15、单相动作电位与强度法则 实验目的 初步熟悉电生理仪器的使用方法，了解蛙类坐骨神经干的单相、双相动作电位的记录方法，并能判别、分析神经干动作电位的基本波形、测量其潜伏期、幅值以及时程， 实验原理 神经干动作电位是神经兴奋的客观表现。动作电位一经产生，即可向外周传播，即为神经冲动。神经干兴奋部位的膜外电位负于静息部位，二者之间出现一个电位差；当神经冲动通过后，兴奋处的膜外电位又恢复到静息水平。神经干兴奋过程所发生的这种电位变化称神经干动作电位。 如果将两个引导电极置于正常完整的神经干表面，当神经干的一端兴奋之后，兴奋波会先后通过两个引导电极(r1r1,图5.5-1)，可记录到两个相反方向的电位偏转波形，称为双相动作电位。如果两个引导电极之间的神经组织有损伤，兴奋波只能通过一个引导电极，不能传导至第二个引导电极，则只能记录到一个方向的电位偏转波形，称为单向动作电位。 坐骨神经干包括多种类型的神经纤维成分，因此记录到的动作电位是它们电位变化的总和，因此神经干动作电位是一种复合动作电位。由于各类神经纤维的兴奋阈值各不相同，所以记录到的动作电位幅值在一定范围内可随刺激强度的变化而改变，这一点不同于单根神经纤维的动作电位。 动作电位在神经纤维上的传导有一定的速度。不同类型的神经纤维动作电位传
