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1、接种量要查文献来确定接种量，在找不到任何相关资料的情况下，最高就用到1*107/0.2ml/site,再高也没有意义了。如果你的细胞很小，1*107/0.1ml也可以操作，不至于很粘稠，那么最好是1*107/0.1ml/site。查文献看他们的构建条件是什么样的，比如培养条件，接种量，接种位置什么的，是不是一定要用雌性鼠等等。 有的瘤株也有可能很容易成瘤，而且生长速度很快。建议用几只动物试试不同的接种浓度，万一能够长出来，而且还长得很快，那你就要根据情况选择一个合适的浓度了。基本上一般认为比较合适的接种浓度有这么几个特征：1. 接种后10到15天左右可以开始试验。2. 开始试验时可以用于试验的
2、动物数不少于6070%，而且SD不大于平均值的1/3左右。3. 开始试验三、四周后肿瘤重量大于1g，并且没有溃烂。当然，这些条件都是锦上添花的东西，如果以1*107/site都勉勉强强长出肿瘤，那么就不必过多的去考虑它了。接种部位接种部位:腋窝中部外侧皮下为好。皮下肿瘤模型中，想要成瘤率高就接种在腋下。接种时由裸鼠体侧腰部稍靠上的部位进针，要保证与接种点的距离小于针头的长度，向头部方穿行，绝对不能刺破皮肤或者刺破肌肉层，当针头到达接种位点时注射，退出针头，这样操作的目的并不完全是避免漏液，其实熟练后，不需要皮下穿行也不会漏液，主要是避免污染，进针点还有少量污染的可能性的，针头在皮下穿行一段后，
3、接种点离进针点较远，最大限度减少污染的可能。如果是用于正式实验，那么一只老鼠就只能接种一个位点，不可以接种多个位点用于保证可用的模型数。因为在有些情况下，一个老鼠身上有多于一个肿瘤的情况下，会有相互影响的可能，无论这几个肿瘤相距有多远。要是想多打几个部位做做预试验，倒也不是不可以，但是我觉得，基本上没有什么必要。 皮肤不用绷得太紧，平展就可以了，另外接种的时候进针点很靠下，针头在皮下走一段再注射，速度不要太快。注射前针头稍微动一动，能动就说明在皮下，否则可能在皮内或者肌肉内。一般来说都是有鼓包的但是要是你接种位置太深入腋窝，你是看不到鼓包的。主要靠针头稍微动一动来判断。是否应用免疫抑制剂裸鼠皮
4、下种瘤后，可以通过应用免疫抑制剂，比如环磷酰胺（2mg每只，打两天）来加速瘤体的生长，当然我知道裸鼠是T免疫缺陷动物，但是人家说的CTX可以进一步抑制裸鼠的体液免疫和NK细胞杀伤的保护作用，可以加快瘤子的生长，这样造模的周期很短，也可以进行人为的控制，不知道这个观点是不是有道理，实践中是不是真有人这么做呢？楼上说的文献中也有报道，而且还有预先用放射照射抑制动物免疫功能再接种的方法，但是一般常规应用中大多数时候不推荐这么做。另外还有一个问题应该被考虑到，大家现在都在琢磨着怎么让肿瘤出瘤的更快，造模周期更短，但是如果人为的把肿瘤生长加速，其实对实验并不好。因为造模周期短，很可能生长速度也会被加快，
5、肿瘤可能很快就溃烂了，这样就不得不被迫中止实验，而用药却没有用到足够的时间，药效还没有发挥出来就结束了，这样是很不利的。所以一般情况下，应该尽量的复合这个瘤株本身的生长特性，不应该过多地去加以人为的干扰。是否用手术标本荷瘤如果是药效试验，不建议用手术标本，因为SFDA的临床前研究指导原则上明确指出要用建株的肿瘤株进行试验，因为用手术标本的试验可重复性太差，你这个标本万一没有保存好，断掉了，你自己都很难重复出上次的试验结果。国外的文献上看到的却很少有人用手术标本构建模型进行试验。取材的部位：肿瘤生长活跃，状态良好，结缔组织比较少的地方。运送途径：无菌、冰浴保温，无菌培养液浸泡，时间不能超过1个小
6、时。最好一个小时内就能够接种到动物体内。接种部位：腋下。另外，手术标本还有一个风险：你不能保证取得的标本一定能够顺利地成瘤并且用于试验。注意事项A裸鼠的周龄,B肿瘤细胞:何种肿瘤,接种细胞的数量(用对数生长期的,活力高的)记数要准确,C接种方式:注意不要漏液,否则会损失细胞数量D饲养环境:要求是SPF条件 具体操作1.能不能成瘤，首先要考虑你的肿瘤细胞系能否成瘤，其次关键是你的肿瘤细胞数，一般肿瘤细胞存活力还是蛮高的，所以你重点要考虑细胞数的问题，但最高不要超过1*107。2.接种时间，最好在1小时之内完成。但在我实际操作过程中，裸鼠的数量又多，1小时之内根本做不完的，所以你可以预先将细胞放在
7、冰盒里暂为保存。效果还是不错的。3.成瘤时间，每个肿瘤细胞不太一样，细胞数合适，一般一周左右应该能出来了；另外，如果你是打皮下，你要考虑是否有打到深层组织，比如肌肉，那即使成瘤了，也不大好摸出来。 腹腔注射1、腹腔注射进针的位置在腹中线与小鼠两后肢上沿连交叉以下的位置。2、腹腔注射很少会打到肠管，因为肠子在碰到硬物时会缩起来，当然前提是你的进针不是特别深，如果你的整个针头都扎入了腹腔，那么肠子是无处可躲了。3、腹腔注射进针后，你可以将针头左右摆动一下，如果是正确的，这时会有一种很自由无障碍的感觉，进针角度撑握在小于45度，针头进入长度不超过3厘米左右。用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹
8、部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.51.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液（图2-5），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。肿瘤倍增时间 肿瘤动物实验模型肿瘤的倍增时间（doubling time），应该是在瘤体积100800之间计算，但是一组动物有10只，每周测量2次瘤体积，如果我想计算从200倍增到400的时间的话，10只动物不会在我测量体积的时候正好到200或400，那么，在计算的时候，具体应该怎么做？Geddes 等29将结节倍增时间的计算公式表示为：DT =（l
9、n 2 t）/ln（V2/V1），V1、V2分别是前后两次测量的体积， t是两次测量的时间间隔你的问题有歧义，我觉得可以有几下几种理解：1.测量的时候，对于某个老鼠来说，第一次可能测出来的体积是189.26（不是正好200），第二次是415.31（不是正好400），对于其他的动物都有这样的问题， 2.对于十只老鼠来说，测量的时候，可能1号老鼠是189.26，2号是312.57，3号是110.89.，这也是一种理解，我的意见是：测量一段比较长的时间，每只老鼠可以独立计算倍增时间，然后计算平均值，SD等，用统计学处理的手段。个体差异 同一批种几十只老鼠，有的就长不出来，有的长得很大，使评价药效很困
10、难。排除接种悬液未摇匀的可能后，还有什么原因可能造成这一点？可能是是个体差异了。其中，老鼠年龄是一个很大的因素。本人就遇到过2个月的老鼠接种肿瘤以后，有的长有的不长的情况。如果控制好试验条件，动物也比较均一的话，一般肿瘤生长都会很好的控制在一定范围的肿瘤模型新药申报zym145286做的肿瘤模型实验是用于新药申报用,现在有一些问题还不能校准,我做的是人癌模型,实验动物为裸鼠.1. 新药报批中,有明确的要求说肿瘤来源必须是体内传代3次以上吗?2. 实验结束后,对于取出肿瘤块的质量有没有明确的规定呢?还是跟其他种鼠一样,要求平均瘤重不小于1g或者不大于20%的瘤快质量不小于400mg,3. 实验评
11、价指标相对肿瘤增殖率T/C(%),指的是瘤体积比还是瘤质量比?4. 实验申报材料是否需要附属实验动物裸鼠的照片?若需要附属的话,照片没有没有什么要求怎么照的，是鼠活的时候的照片还是实验结束后处死鼠后在摆好位置照?5. 申报材料中附图要求是肿瘤的生长曲线还是不同时间测量的T/C值对时间所做的曲线?还是两个都要有呢?6. 实验分组分5组,空白溶剂对照组,药物高中低三个剂量组,阳性药物有效浓度对照组. 这样可以吗?要是不可以,还需要怎么分呢?7. 实验材料中是否需要包含该实验动物血液相关指标的数值呢?比如:白细胞数量,骨髓的影响等等8. 一次实验有效后,是不是也需要重复实验三次?那三次的数据都需要包
12、含在数据中吗?swordzjsh具体问题回答如下：1.没有问题，新老原则均明确要求体内三代以上，并且不能超过1520代（人肿瘤）。2. 新原则已经没有瘤重的指标，只考察瘤体积，也没有对试验结束后的肿瘤大小有明确要求，但是老的指导原则有这方面的要求。3. 新的原则是指瘤体积，老的指瘤重，实际上在数据处理的时候一般瘤体积和瘤重的数据都会加入，分别计算相应的T/C。4. 需要，常见的有两种：一种是处死后摆放并拍摄整鼠照片，还有一种是剥取肿瘤后拍摄肿瘤的照片，还是那句话，最好都有，至少资料中放一个，另外一份备好，答辩的时候可以随时展示。另外，以前不允许数码拍摄，要求光学照相机，以防电脑编辑，不知道现在
13、还有没有类似的要求。5.有的人要看肿瘤生长曲线，有的人要看T/C的曲线，不过一般放生长曲线的多一些，记住，生长曲线现在要求RTV，相对肿瘤体积。以前报批的时候就可以放RTV曲线了，现在更是RTV的天下。6.一般来说，正式试验基本上就是这么设计了，但是你最好有这些剂量、疗程、给药途径等的设计依据，比如权威文献、你们的预试验等材料备问。当然，如果你的药物有些特别的地方，那么要根据他的具体特点设计试验。7. 这个是锦上添花的指标，对于药效试验来说，没有明确要求，但是一定要有体重和死亡的数据。8. 老原则要求重复两次，一共三次试验，新原则前几稿要求重复一次，一共三次试验，但是最新一稿我没有看到对于重复
14、试验的要求，但是作为药理研究的基本常识，重复试验是一定需要的，作为正式试验的重复试验应该把数据和结果分析都列入报告中，重复试验之间是同等重要的。zym145286:针对您的回答,我仍有几点不解1.实验结束后瘤的质量标准问题,您说新原则没有指标,那么老原则(就是现在还遵循的原则)具体是多少呢,能不能说明一下啊?2. T/C标准按照体积计算的时候,按照的是哪个时间点的体积呢,还是说整个测量过程的体积都要算?3.还有一个比较基本的问题,不要笑话我了，呵呵,那个RTV是怎样算出来的?是用药组数据减去空白组数据吗?还是其他算法?4.正式实验中,每组的动物数量是多少?6只,还是10-12只?5.对给药时间
15、有没有什么具体要求呢,就是说有没有上限,比如不可以超过一个月啊什么的?swordzjsh1. 老原则的标准就是你写出来的那个。2. 整个测量过程的体积都要算，可以用T/C对时间点作图的那种。实际上，不知道你有没有老的指导原则，上面有一个表，那个表里面汇总了一些试验的基本信息，那个表里面要填增殖率，一般是选效果最好的那一天的数据填上去。3. RTV = Vt / V0。其中V0为分笼给药时(即d0)测量所得肿瘤体积，Vt为每一次测量时的肿瘤体积。RTV是针对每一只小鼠计算的。4. 对于裸鼠来说，5到10 只，要根据你的药物的性质来定，如果SD较大，建议多设几只，容易做出统计差异。如果SD较小，不
16、少于6只，因为要求试验过程中动物死亡率不超过20%，6只动物死了一只还可以接受，要是5只动物死了一只就是20%了。5. 没有具体的要求，一般在3到5周，常见为三周，并且保证肿瘤长到足够的大小。如果有特别的原因可以变化试验周期，但是一般都是加长而不会缩短。实验分组与标记baobaogao197759: 我的实验是观察药物对lewis肺癌的生长的影响。 1、实验分为五组（模型组、阳性对照组（CTX）药物大、中、小剂量组）。我不清楚需不需要设置阴性对照组（就是不造模组，）2、C57小鼠怎样标记，有剪趾、穿耳孔的方法。但是具体的操作没有说明，能否介绍一下。swordzjsh1.不需要设normal组，因为肿瘤的生长和评价非常明显，不会有干扰的可能。2. 我一般是剪耳号，一只小鼠两只
