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1、第一节 实验动物的捉拿、固定和编号方法在基础医学实验中，正确捉拿与固定动物，是实验工作的基础，也是实验顺利进行的保证。掌握正确捉拿、固定动物的目的就是防止实验者被动物咬伤抓伤，同时也是为了维持动物的正常生理活动，从而不影响实验观察结果。一、实验动物的捉拿与固定方法在基础医学实验中，最常用的动物有小鼠、大鼠、豚鼠、蟾蜍、蛙、家兔和犬，现分别就其捉拿与固定方法依次予以介绍。1. 小鼠捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾(图5-1)，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其置于左手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢(图5-2)，右手即可作
2、注射或其他实验操作。取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上(图5-11)。图5-1图5-22. 大鼠方法基本与捉拿小鼠相同，但实验者事先应戴帆布防护手套。用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作。若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。3. 豚鼠豚鼠具有胆小易惊的特性
3、，因此抓取时要求快、稳、准。一般方法是：先用右手掌迅速、轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩中上方，以拇指和食指环握颈部，对于体型较大或怀孕的豚鼠，可用另一只手托住其臀部(图5-3、图5-4)。图5-4图5-34. 蛙和蟾蜍用左手将动物贴紧在手掌中，并以左手中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢，右手进行操作。根据实验需要，可用图钉，采取俯卧位或仰卧位固定在蛙板上。抓取蟾蜍时，禁忌挤压两侧耳部毒腺，以免毒液射入眼中。5.家兔用右手把两耳轻轻地压于手心内，同时抓住颈部的被毛与皮肤。用左手托住其臀部，使其躯干的重量大部分集中在左手上(图5-5)，然后按实验要求固定。做家兔耳血管
4、注射或取血时，可用家兔盒固定。作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。固定方式分仰卧位和俯卧位，仰卧位固定时，四肢用粗棉线固定，头用家兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿后再固定在家兔台头端柱子上（图5-6)。进行头颅部手术时，多采用仰卧位固定配合马蹄形固定器进行。图5-5图5-66.犬抓取犬时，需要用特制的长柄钳夹夹住其颈部，套上犬链，然后根据不同的实验要求将其固定。犬嘴的捆绑方法：取一圆形铁柱管(直径约1cm，长25cm，可用万能支架上的铁柱管代替)横贯置于犬齿后部的上下颌之间，用较宽的纱布从下颌绕到上颌打第1个结扣后，纱布的两端在铁柱管的两端靠犬的头部绕两圈固定。待固定牢靠后，纱布再绕
5、向下颌打第2结扣，在铁柱管的两端靠犬的头部绕2圈固定，最后再绕到头颈后打第3个结扣。固定好后，可用手试着拉动或移动铁柱管，如铁柱管牢固，则证明犬嘴捆绑正确，否则需重新捆绑。如实验需要静脉注射时，可先使动物麻醉后再取下长柄夹，解绑，把动物放在实验台上，按实验要求固定。二、注意事项1捉拿固定某一动物之前，要对该动物的习性有一定的了解。2捉拿固定动物时须小心谨慎，大胆果断，但切不可粗暴。3大鼠牙齿锋利，为避免咬伤，捉拿动作要轻，不可鲁莽，如果大鼠过于凶猛，可待其安静后，再捉拿或用卵圆钳夹鼠颈部抓取。4捉拿动物过程中要以规范性的方法抓取和固定动物，要避免因动作粗暴而造成动物高级职称考试网的损伤。例如家
6、兔这样的动物，不能采用抓双耳或抓提腹部的错误捉拿方法。5抓取大鼠或小鼠尾部时动作要轻，防止拉断鼠尾。不可提起动物玩耍!提起动物后，应迅速放在粗糙台面上。6捉拿动物过程中应防止被动物咬伤，若不慎被动物咬伤、抓伤。应及时用碘酒、乙醇消毒，随后到有关医疗机构诊治。三、实验动物的编号方法动物实验中，常用的编号标记有染色法、挂牌法、烙印法等3种方法。1. 染色法染色法是用有色化学试剂在动物身体明显处如被毛、四肢等不同部位处进行涂染或用不同颜色来区别各组动物，是实验中最常用、最容易掌握的方法。使用的编号标记液有如下几种：3-5的苦味酸溶液(涂染黄色)，2硝酸银溶液(涂染咖啡色)，0.5中性红或品红溶液(涂
7、染红色)。编号原则是先左后右，从前到后。一般把涂在左前腿上的记为1号，左侧腹部记为2号，左后腿记为3号，头顶部记为4号，腰背部记为5号，尾基部记为6号，右前腿上的记为7号，右侧腰部记为8号，右后腿记为9号。若动物编号超过10或更大数字，可使用上述两种不同颜色的溶液，即把一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，这种交互使用可编到99号。例如把红色记为十位数，黄色记为个位数，那么，右后腿黄色，头顶红色，则表示是49号，其余类推。2. 挂牌法挂牌法是将标有编号的金属制号码牌固定在实验动物的耳部皮肤上，大动物可挂在颈上或笼箱上。3. 烙印法烙印法是用刺数钳在动物无体毛或明显部位(如耳、面鼻部和四肢等
8、部位)刺上编号，然后用棉签蘸着溶有乙醇的黑墨汁在编号上涂抹。烙印前，最好对烙印部位预先用75乙醇消毒，以免造成皮肤局部感染。(黄红林 陈 凯)第二节 实验动物的给药方法实验动物是医学实验研究工作的基本要素之一，如新药开发、对疾病和生命现象的研究等均需要动物进行实验研究。根据实验目的、所选用实验动物种类、药物剂型的不同，对实验动物实施不同的给药方法是十分重要的。本节主要介绍在基础医学实验学教学中常用的一些给药方法。较常见的给药方法有：摄入法给药、注射法给药、涂布法给药和吸入法给药，其中前两种方法较为常用。一、摄入法给药摄人法是经消化道给药，有自动口服给药、强制灌胃给药和经直肠给药3种方式。1.
9、自动口服给药将药物放入饲料或溶于饮水中，由动物自动摄入体内。此法的优点是：操作简便，不会因操作失误而致动物死亡。不足的是由于动物状态和饮食嗜好的不同，饮水和摄取食量的不同，不能保证用药后的药效分析的准确性。同时，放入饲料或溶于饮水中的药物容易分解，难以做到平均添加。因此，该方法适用于动物疾病的防治、药物毒性观测、某些与食物有关的人类疾病动物模型的复制等。2. 强制灌胃给药强制灌胃给药能准确掌握给药量、给药时间、发现和记录症状出现时间及经过。但每天强制性操作和定时给药会对动物造成一定程度的机械损伤和心理影响。为减少不良影响，必须充分掌握灌胃技术。方法如下：操作前，将胃管接在注射器上，大致测试一下
10、从口腔至胃图5-7图5-8(最后一根肋骨后缘)的长度，以估计胃管插入深度。成年动物插管深度一般是：小鼠 3cm，大鼠5cm，家兔15cm，犬20 cm。操作时，动物取直立或平卧体位，固定动物头部，强迫张口，胃管压在舌根部顺上腭缓缓插入至所需深度。插管时注意动物的反应，若动物反应剧烈，应拔出胃管，检查食管是否有损伤，并重新操作。插管完成后应注意检查胃管是否准确插入食管内，以防将药物注入气管（图5-7)。给家兔、犬等中型动物灌胃时，应配合使用开口器，以免动物咬坏胃导管（图5-8)。除使用胃管灌药外，有时还可以让动物在人工辅助下自行吞咽药物，如实验者把药物放在豚鼠舌根部，让其闭口咽下。3经直肠给药根
11、据动物大小选择不同的导尿管，在导尿管的头部涂上凡士林，使动物取蹲位，助手以左臂及左腋轻轻按住动物的头部及前肢，以左手拉住动物尾巴露出肛门，右手轻握后肢。实验者将导尿管缓慢送人肛门。切记不能粗暴用力，插管深度以79cm为宜。药物灌入后，应抽取生理盐水将导尿管内的药物全部冲入直肠内，然后将导尿管在肛门内保留一会再拔出。二、注射法给药1. 皮下注射对大多数实验动物来说，皮下注射最适宜的部位是颈背、腋下、侧腹或后腿肢体、臀部等。小鼠、大鼠、沙鼠和豚鼠一般用手固定，家兔、犬则固定于实验台上。不同实验动物的注射部位有所不同，犬、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿内侧或小腹部，大鼠可在左侧下腹部。其操作方法是：用
12、左手轻轻抓起皮肤，右手把注射器针头插入皮肤皱褶的基底部，沿身体纵向将注射器推进510 mm，并将针头轻轻左右摆动，易于摆动表明已刺入皮下。再轻轻抽吸，若无回流液体或血液时即可缓慢注入药液。注射完毕拔出针头，用手指轻压注射部位，以防药液外漏。2. 皮内注射皮内注射是将药液注入皮肤的表层与真皮之间。可用于观察皮肤血管通透性变化或皮内反应，多用于接种、过敏实验等。操作时，先剪去注射部位的被毛，消毒局部，然后用左手将皮肤捏成皱襞，右手持针头，将针头与皮肤呈30角，沿表层刺入皮内，慢慢注入一定量的药液。此时会感到有很大的阻力，并且注射部位皮肤表面马上呈小丘疹状隆起，皮肤表面上的毛孔极明显。如无以上表现，
13、则药液可能注人皮下，应更换部位重新注射。注射后5分钟再拔针，以免药液从针孔漏出。3.肌肉注射肌肉注射主要用于注射不溶于水而悬于油或其他剂型中的药物。肌肉注射应选择肌肉发达、血管丰富的部位，如大鼠、小鼠和豚鼠的大腿外侧缘；家兔、猫、犬、猴的臀部或股部。注射时固定动物，剪去注射部被毛，与肌肉层组织接触面呈60角刺入注射器针头，回抽针栓无回血后注入药液(小动物可免回抽针栓)。注射完毕后用手轻轻按摩注射部位，促进药液吸收。4.腹腔注射此注射方法是啮齿类动物常用的给药方法。注射部位应是腹部的左、右下侧外14的部位，因为此处无重要器官。其中家兔在腹部近腹白线约1cm处，犬在脐后腹白线侧缘12cm处注射。给
14、大鼠、小鼠注射时，左手捉拿动物，使腹部向上，头部略低于尾部，右手持注射器将针头平行刺入达皮下（图5-9)，再向前进针35mm，针头能自由活动则说明刺到皮下，然后注射器以45角斜刺入腹肌，进入腹腔。进入腹腔时可有落空感，回抽注射器，若无回流血液或尿液时即表示未伤及肝脏和膀胱，可以按一定的速度慢慢注入药液。 图5-95. 静脉注射静脉注射应根据动物的种类选择注射的血管。大鼠和小鼠多选用尾静脉，家兔多选用耳缘静脉，犬多选用后肢小隐静脉，豚鼠多选用耳缘静脉或后肢小隐静脉注射。因为静脉注射是通过血管给药，所以只限于液体药物。如果是混悬液，可能会因悬浮粒子较大而引起血管栓塞。(1)耳缘静脉注射将动物固定于
15、实验台上，去除耳缘部位的被毛，用乙醇轻轻擦拭，耳缘静脉即清晰可见。用左手食指和中指夹住静脉近心端，拇指和小指夹住耳缘部分，以左手无名指和小指放在耳下作垫，待静脉充盈后，右手持注。射器使针头尽量由静脉末端刺入，与血管方向平行、向心端刺人约1cm。回抽注射器针栓，有血液回流，即可将药液缓慢注入(图5-10)。注射完毕抽出针头，用棉球压迫注射部位数分钟，以免出血。此方法适用于体型较大的动物，如猿、犬和家兔。图5-10(2)尾静脉注射尾静脉注射主要用于大鼠和小鼠。鼠尾静脉有3根，两侧及背侧各1根，左、右两侧尾静脉较易固定，应优先选择。注射时，先将鼠固定在鼠筒内或扣在烧杯中，露出尾部组织，用4550温水浸泡鼠尾12min或用75乙醇溶液反复擦拭，以达到消毒、扩张血管和软化表皮角质的目的。选择尾静脉下13处，用细针头沿血管方向平行、向心端进针（图5-11)。注意药液推入静脉时是否通畅，若阻力较大，注射部位皮下发白，表示针头未刺入静脉内，应换部位重新注射；若推入药液顺利无阻，则表明己刺入静脉内，应把针头和鼠尾固定好，不要晃动，缓缓将药液推入，注射完毕，用棉球在注射部位轻轻揉压，使血液及药液不致回流而漏出。
