荧光定量pcr应用指南

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1、荧光定量 P C R概述荧光定量 PCR 的主要概念2什么是荧光定量 PCR?2荧光定量 PCR 工作原理3优化的 qPCR 实验特点4荧光定量 PCR 概述21. 荧光定量 PCR 概述核酸扩增和检测技术是当今生物学研究的重要手段之一。包括基础科学、生物技术、医学研究、法医学、诊断学等在内的各领域的科学家们用这种方法进行广泛的应用研究。对于某些应用，核酸定性检测就可以满足需求；而另外一些应用，要求进行定量分析。为你的应用选择最好的解决方案需要对技术有广泛的了解。本指南介绍荧光定量 PCR 的多项技术特点，包括设计优化的荧光定量 PCR 实验以及不同应用目的的数据处理及分析。第 5-7 章用不

2、同的实验设计和数据来阐述荧光定量 PCR 在专业领域的应用，包括基因表达分析、等位基因分析、转基因生物(GMO)检测。本指南介绍了一项强有力的技术及提供了一些必要的信息，希望能满足您现在及将来的应用需求。1.1 荧光定量 PCR 的主要概念1.1.1 什么是荧光定量 PCR ？常规 PCR 中，扩增产物（扩增子）是通过终点法来分析检测，即 PCR 反应结束后，DNA 通过琼脂糖凝胶电泳，然后进行成像分析。而荧光定量 PCR 可以在反应进行过程中进行累积扩增产物的分析和检测，即“实时” 。在反应体系中加入荧光分子，通过荧光信号的按比例增加来反应 DNA 量的增加，使 PCR 产物的实时检测成为可

3、能。满足实验目的的荧光化学物质包括 DNA 结合染料和荧光标记的序列特异引物或探针；专门的热循环仪配备荧光检测模块，用于监测扩增时的荧光，检测到的荧光信号反映了每个循环扩增产物的量。相对常规 PCR 而言，荧光定量 PCR 的主要优点是准确地确定初始模板拷贝数和宽的动态范围内和高的灵敏度。荧光定量 PCR 结果可以用于定性（判断一段序列的有无） ，也可以用于定量（确定 DNA 拷贝数） ，即 qPCR ，而常规 PCR 只能做半定量。另外，荧光定量 PCR 的结果无需通过琼脂糖凝胶电泳来评估，大大节省实验时间，提高实验效率。还有，由于 PCR 反应和检测都在反应管中进行，样品污染的几率大大降低

4、，无需扩增后的实验操作。荧光定量 PCR 概述31.1.2 荧光定量 PCR 工作原理为了更好的了解荧光定量 PCR 原理，用样品扩增曲线来说明 ( 图 1.1)。图中， x-轴表示 PCR 循环数，y-轴表示扩增反应的荧光值，与反应管中扩增产物的量有比例关系。扩增曲线显示 2 个阶段，指数增长阶段和之后出现的非指数平台阶段。在指数增长阶段，每个循环 PCR 产物量大约增加一倍。然而，随着反应的进行，反应体系组成成分的消耗，其中的一种或多种成分限制反应。此时，产物增长速度变慢，反应进入平台期（图 1.1 中 28-40 个循环） 。图 1.1 PCR 扩增图（显示的是基线扣除后的荧光强度）Cy

5、cleExponential phaseCTvalueNon- exponential plateau phase010203040Fluorescence0.30.20.10Threshold line荧光定量 PCR 概述4反应最初，虽然产物是指数增长，但是荧光处于背景水平，检测不到荧光增加（图 1.1 中 1-18 个循环） 。 当累积了足够的扩增产物，可以产生可检测的荧光信号时，这个循环数叫初始循环数，即 CT。由于 CT值处于指数期内，这时的反应成分不会抑制扩增反应进行，因此荧光定量 PCR 结果是可靠的，可以准确地反映反应体系中模板的初始量。CT值主要由扩增反应体系中模板的初始浓度

6、决定的。如果模板初始浓度高，只需要较少的扩增循环就可以累积足够的产物，产生高过背景的荧光信号，因此，反应就有一个小或早出现的 CT；相反，如果模板初始浓度低，需要较多的扩增循环才能产生高过背景的荧光信号，反应就有一个大或迟出现的 CT。两者之间关系的建立是荧光定量 PCR 用于定量的依据，将在第 4 章详细介绍用 CT值进行定量。1.1.3 优化的 qPCR 特点由于实时定量建立在模板的初始浓度与 CT关系的基础上，因此荧光定量 PCR 的优化非常重要，保证样本具有准确可重复的实验结果。优化的 qPCR 结果有以下特点： 线性的标准曲线（R2 0.980 或 r |0.990|） 高扩增效率（

7、90-105%） 一致的重复反应一种有效的用来确定 qPCR 实验是否是最优化的方法：将模板稀释成一系列浓度梯度进行 PCR 反应，用这个结果作标准曲线，模板可以用已知浓度的样品（如纳克级的基因组 DNA 或多个拷贝的质粒 DNA）或未知浓度的样品（如 cDNA） 。用模板初始量（或未知量样品的稀释倍数）的 log 值对每个稀释样品的 CT值作图，两者呈递减的线性关系，称之为标准曲线。递减的直线关系等式和 Pearson 相关性系数（r）或可信度（R2）常常被用来判断 qPCR 条件是否优化。理论上，一系列稀释样品的扩增曲线之间有均匀的间距，如图 1.2A 所示。如果产物在每一循环都加倍，荧光

8、曲线之间的间距由等式“2n= 稀释倍数”决定，这里 n是阈值线上扩增曲线之间的循环数（或称为 CT的差异） 。例如，10 倍稀释的 DNA 样品，2n= 10，因此，n 3.32，CT值相差 3.32 个循环，由均匀间距的扩增曲线可以产生一个线性的标准曲线，如图 1.2B 所示，图中显示等式和递减线性的 r 值。荧光定量 PCR 概述5标准曲线的 r 或 R2值显示实验数据满足衰减的线性程度，即数据的线性程度。线性用来衡量重复样品数据是否一致和不同拷贝数的初始模板是否具有相同的扩增效率。如果重复样品的 CT值明显不同，r 或 R2值会变低，你应该优化反应条件，保证 qPCR反应的 r 的绝对值

9、 0.990 或 R2值 0.980。图 1.2. 作标准曲线来评定反应条件的优化。用 iCycler iQ实时定量 PCR 仪扩增 10 倍稀释模板的样品实验数据作标准曲线， 每个稀释样品重复三次。A. 系列稀释模板的样品扩增曲线。B. 每个稀释样品的 CT值对初始模板量的 log 值作的标准曲线。图中显示递减直线的等式和 r 值，计算的扩增效率为 95.4%。AB荧光定量 PCR 概述6扩增效率，E，与标准曲线的斜率相关，计算方程等式如下：E = 101/斜率理论上，在每个指数扩增循环中，PCR 产物的量加倍，即 PCR 产物 2 倍增加，反应效率为 2。在上面等式中反应效率等于 2，2

10、101/斜率，那么，优化的标准曲线斜率应为 3.32，斜率的绝对值与上面的荧光曲线间距相同。扩增效率用百分率表示，即每个循环扩增模板的百分比，将扩增效率 E 转换成百分率为：% 效率 = (E 1) x 100%对于一个理想的反应，% 效率 = (2 1) x 100%= 100% 。图 1.2 中显示的反应：E = 10(1/3.436)= 1.954% 效率 = (1.954 1) x 100% = 95.4%每个循环的终点，扩增子的拷贝数增加 1.95 倍，或 95.4% 的模板被扩增。扩增效率接近 100% 是优化的重复性好的实验的最好标志。实际操作时，反应的扩增效率应该在 90105

11、% 之间，如果扩增效率低，可能的原因是引物设计的不当，或者反应条件未优化；扩增效率 100%，可能的原因是系列稀释样品加样错误，或者有非特异性产物扩增，如引物二聚体产生。用上述方法确定扩增效率，反应体系中反应抑制剂的出现也可能导致扩增效率的明显增加，原因是含有高浓度模板的样本通常也含有高浓度的抑制剂，导致反应的 CT延迟出现，而低浓度模板的样本中抑制剂的浓度低，反应的 CT延迟的程度最小，导致斜率的绝对值以及计算所得的扩增效率会增加。如果扩增效率 105%，建议重新设计引物或探针，参照 2.3 和 2.4 章节引物和探针设计指南。实验开始总体注意事项8qPCR 实验设计注意事项9单重实验或多重

12、实验？9方法选择9DNA 结合染料10基于荧光标记的引物或探针的化学机理12SYBR Green I 反应设计及优化19引物和扩增子的设计19实验体系的确定及优化20退火温度的优化20用标准曲线进行反应的评估22TaqMan 探针反应设计及优化23引物和探针设计23实验体系的确定及优化248实验开始2. 实验开始已经介绍了荧光定量 PCR 的概念， 现在我们可以进一步研讨更多的实用细节问题。本章给出建立荧光定量 PCR 检测的建议，包括基本的实验室设备（2.1 章节） 、基本实验设计和反应成分组成（2.2 章节） 、决定单重或多重检测（2.2.1 章节） 、选择荧光定量的化学方法（2.2.2

13、章节） ，还给出了最常用化学方法 SYBR Green I（2.3 章节) 和TaqMan（2.4 章节）来建立 qPCR 反应的更详细的指导。2.1 总体注意事项正确的实验技巧是成功的荧光定量 PCR 反应重要然而常被忽视的要素。为得到最佳的实验结果，实验人员要尽可能减少样品间交叉污染的可能，避免将核酸从一个实验带入下一个实验。以下措施有助于避免实验污染问题： 用稀释的漂白剂或净化剂抹擦工作台 在指定地配有紫外灯的超净室、罩式或台式超净台中准备样品，理想的条件是样品准备与 PCR 扩增分开在不同的区域，注意避免质粒或扩增子污染样品准备区，绝不要将扩增后产物带入指定洁净区 在样品准备和配制反应

14、液过程中勤换手套 使用轴防护装置的移液器和带滤芯的移液器头 勤用稀释的漂白剂清洁移液器 只使用 PCR 级的水和 PCR 专用试剂进行 PCR 实验 用带旋盖的 EP 管稀释和配制反应液除了注意以上事项，在进行 PCR 实验时，还应准备一个无模板的对照来验证有无污染发生，而且用热启动酶防止反应开始之前的非特异性扩增。为最小化实验结果的统计学偏差，先制备混合反应液，建议所有样本有三个重复。大剂量包装的反应试剂，使用前进行分装，尽量减少试剂的反复冻融。实验开始92.2 qPCR 实验设计注意事项设计实时 PCR 实验的第一步是根据目的确定最好的实验方法，用单重还是多重检验？采用哪种化学方法？下面详

15、细阐述每一种检测办法，并对如何选择最好的实验方法给出指导。2.2.1 单重实验或多重实验？在单个反应管中扩增多于一个目标片段时，实际操作和科学的原因都可能迫使你尝试多重反应。最近，依赖荧光定量 PCR 仪的性能，在单个反应管中扩增和定量多达 5 种目标的反应成为可能。比较单重技术，多重技术具有以下优点： 减少初始模板用量，这在初始材料量有限时很重要 如果对照基因在每个样品中都能被扩增出来，可以减少假阴性 增加实验通量，同时减少试剂消耗 将样品操作及实验室污染降几率到最低如果上述事项对于你的实验都不重要，那么单重反应就足够了。第 3 章将对怎样建立和优化多重 qPCR 反应给出实践方案。2.2.

16、2 方法选择设计 qPCR 实验的关键一步是选择监测目标序列扩增的化学方法，可用的荧光化学方法多种多样，被分为 2 大类：1）DNA 结合染料（SYBR Green I） ，2）荧光染料标记地序列特异性寡聚核苷酸引物或探针（分子信标和 TaqMan、杂交探针、Eclipse探针，Amplifluor、 Scorpions、LUX and BD QZyme 引物） 。实时 PCR 最常用的化学方法是 DNA 结合染料 SYBR Green I 和 TaqMan 水解探针，2.2.2.1 和 2.2.2.2 部分概述了这些不同类型的荧光化学方法。无论是单重或多重反应，还是出于成本考虑，选择化学方法的依据是 qPCR 检验的应用目的。总体来说，对于低通量、单重实验，优先考虑使用 DNA 结合染料，因10实验开始为这个实验设计简单、条件建立快、开始成本低；而对于高通量实验，荧光标记引物或探针的实验（单重或多重）更加合适，因为最初的成本可以在以后的多个实验中分摊且多重分析可以节省时间。多重分析要求一个用于标记引物或探针