《吊兰的组织培养及总结》由会员分享，可在线阅读，更多相关《吊兰的组织培养及总结（10页珍藏版）》请在金锄头文库上搜索。
1、1吊兰的组织培养及总结孟佳 （东北育才学校 生命科学实验室 110001）Tissue Culture and Summary of Chlorophytum comosumMENG Jia (Northeast Yucai Middle School, Biology Laboratory， 110001)摘要：本文通过对银边吊兰进行的组织培养，研究了以 MS 培养基为基础进行的吊兰愈伤组织诱导和分化所需的植物激素种类和含量，记录其生长过程，并对组织培养过程的一般方法和出现的问题进行了研究和总结。Abstract: Through the tissue culture of Chloroph
2、ytum comosum， we studied the effects of kinds and concentrations of phytohormone densities in the MS medium on the callus induction and differentiation, also, studied and summarized the general method and the problems in the course of the tissue culture.关键词：吊兰, 组织培养, 愈伤组织，分化Key words：Chlorophytum co
3、mosum, tissue culture, callus, differentiation绪论:1植物组织培养（P lant Tissue Culture） ，是植物组织和细胞培养的简称，又叫植物体细胞遗传学或植物克隆，是基因工程的一个环节，生物工程的重要组成部分。植物组织培养不涉及到基因的遗传重组，所以克隆出的植物与其源植物具有完全相同的遗传背景，因此克隆植物的性状较一致。另外对一些通过种子繁殖较困难或后代产生重大分离的物种而言，组织培养技术更实用。同时这种技术具有植物生长周期短、节省空间、不受环境季节影响等许多优势。1965 年瓦斯尔和黑尔德埔兰特首次以胡萝卜的实验证明了植物细胞具有全能
4、性，这意味着一个植物细胞中的基因表达方式给予这个细胞一种潜力，即在成熟植物体中它能成为任何类型的细胞，反过来，当条件适宜时，任何具有生活力的植物细胞（包括那些已高度分化了的细胞）都能脱分化，重新回到“胚性细胞”状态，即愈伤组织，进而再分化成完整的植株。这一发现带动了植物细胞组织培养技术的快速发展。经过世界各国科学家 30 多年的不懈努力，这一技术渐趋成熟。迄今 700 多种植物可以进行茎尖培养或由愈伤组织再生植株。组培生物技术为提高主要无性繁殖经济作物的种苗质量和繁殖系数，降低生产2成本，减少环境污染，发挥了巨大的作用。以无性繁殖为主的经济作物是高效、优质、创汇、生态农林业的重要组成部分，尤其
5、是西部开发、贫困地区脱贫致富的重要支柱产业，在当前我国种植业结构调整中占重要地位。2吊兰（ Chlorophytum comosum）,别名挂兰、钓兰、折鹤草、鸭跖草、兰草参,百合科吊兰属,多年生宿根常绿草本植物。因其叶和根形态似兰，而又花梗横生倒卧，宜悬空凭虚而得名。肉质须根，根系发达，贮有大量水分。叶簇生，线状披针形，长 2045 厘米。花茎细长，高出叶面。总状花序，小花白色，不显眼，夏季开放。花葶从叶腋抽出，弯垂而下，花后变为匍匐枝，顶部长出气生根，萌发出新植株。原产于非洲南部，性喜湿润，具较强的抗旱能力，喜半阴环境，不耐霜冻。一年四季，翠绿依然，有绿色仙子之美称。家庭常见栽培有金心吊兰
6、，叶中心部具黄色纵条纹；银边吊兰，叶缘绿白色；金边吊兰，叶缘黄白色。吊兰繁殖容易，一般多采用分株繁殖方法。插瓶水养易成活。生长适温。吊兰虽称不上名贵花卉，但吸收空气中有毒化学物质的能力在花卉却首屈一指，效果甚至超过空气过滤器。美国航空及太空署的环境专家比尔、沃尔弗顿发现，吊兰吸收空气中有毒化学气体的能力，较其它实验植物高，在空调房间里只要放一盆吊兰，在 24 小时内可将室内的一氧化碳、二氧化碳、二氧化硫、氮氧化物等有害气体吸收干净，并将它们输送到根部，经土壤里的微生物分解成无害物质后，作为养料吸收。吊兰可清除甲醛污染，有极强的吸收甲醛的能力，15 平方米的居室，栽两盆吊兰，就可保持空气清新，不
7、受甲醛之害。此外，在疾病的防治上，吊兰具有活血接骨、养阴清热、润肺止咳、消肿解毒的功能。在植物组织培养研究方面，以吊兰为实验材料的报道还不多。基于此，本文对吊兰的组织培养方法作了阐述，并对组织培养的一般方法和可能出现的问题进行了系统的分析和总结。3一 吊兰的组织培养1 材料类别 银边吊兰的叶片。2 培养条件 配方是 MS 培养液+琼脂+肌醇+激素。1）诱导培养基激素含量：X 组 IAA 6-BAA 组 1.5mg/L 2mg/LB 组 1mg/L 2mg/L C 组 1mg/L 1.5mg/L2）分化培养基激素含量：x 组 IAA 6-BAa 组 2mg/L 1mg/Lb 组 1.5mg/L
8、1mg/L c 组 1mg/L 1.5mg/LX1 组 2,4-D KT（激动素） ZT（玉米素）A1 组 2mg/L 0.1mg/L 0.1mg/LB1 组 1.5mg/L 0.1mg/L 0.2mg/LC1 组 1.5mg/L 0.5mg/L 0.2mg/L D1 组 1mg/L 0.5mg/L 0.5mg/LE1 组 1mg/L 1.0mg/L 0.5mg/L 上述培养基均加入蔗糖 30 gL-1，琼脂 12 gL-1，肌醇 100mgL-1，pH均调至 5.8（用 1mol/L 的 NaOH 溶液） ，用锥形瓶盛装，并用铝铂封口。3 操作及生长、分化情况31 高压灭菌 将培养皿、镊子、
9、剪刀、蒸馏水、培养基等放入高压灭菌锅中，加盖灭菌 1h 后取出，放在超净工作台（clean work station table）上。32 接种前的操作 实验前先打开超净工作台的紫外线灯，灭菌 10min 后关闭。打开吹风机，点燃酒精灯，确保实验时的操作在酒精灯后进行。穿上白大褂，4戴上口罩，用酒精棉球擦拭手、实验台和实验器具，并用酒精灯的外焰部分将镊子、剪刀等灭菌，待冷却后使用。33 愈伤组织的诱导培养 从生长旺盛、无病虫害的吊兰上剪取叶片。将吊兰叶片用蒸馏水洗净后放于无菌培养皿中进行消毒。用 75%的酒精溶液灭菌 45s，再用 10%的双氧水灭菌 6min。用蒸馏水清洗三次。再用镊子和刀将
10、其剪成小段，取幼嫩部分接种于培养基 X 中，每瓶接 45 个外植体。最后在酒精灯外焰上烧一下瓶口和铝铂，盖紧，放入光照培养箱中。光照 10h,温度为 26，夜间温度为 20。观察：无菌操作的成功率为 78.3。约两周后顶芽开始萌动，并在基部形成少量愈伤组织。三周后长出嫩芽，叶片直立，约 2cm 长，长势良好。四周后无大变化。转至相同培养基上继续培养两次。叶的数量有所增加，但愈伤组织无大变化。34 分化培养 筛选出未发生污染且生长状况良好的芽和愈伤组织块，用无菌解剖刀在培养皿中切取，转移至培养基 a 中进行继代培养。观察：一周后无大变化。两周后芽的数量增多至 4-5 个，少数生出白色纤细的根。四
11、周后嫩绿色叶片展开，最高约 6cm，最短约 1-1.5cm。六周后为十片叶左右，最高约 8cm，颜色鲜艳。七周后无大变化，大部分没有生根。叶多，变成深绿色，有些叶片尖部发黄。两个月后转至 X1 培养基中培养。观察：三天后尚未长根。一周后颜色稍变浅。两周后叶片数量增多，开始长根。一个月后大部分长根，但很短，约 2cm 长。叶片长到 10cm 左右。吊兰没有开花。535 讨论 （1）吊兰的组织培养相对比较复杂，成功需要较强的经验性。比较适合的激素为 X3 组。（2）实验时吊兰在生长过程中有叶片发黄现象，经过分析可能是由以下原因引起的。一是养料过剩，超过了植株的需要量。二是长时间未转移植株。培养基中
12、所含的各种营养元素已被耗尽，氮、磷、钾三要素也没及时补充，植株缺少养分，叶片出现黄薄现象。三是见光太少，导致叶绿素降低，叶片变黄。四是光线过强。吊兰对光线敏感，若光线太弱，则叶色变得浅淡；若光线过强，则叶片枯黄，甚至枯萎死亡。（3）外植体消毒时间的掌握。因为吊兰的组织培养是个新的尝试，消毒时间的长短要靠自己摸索。第一次实验时灭菌时间为酒精 1min，双氧水 10min，结果虽然污染率不高，可很多组织都被杀死了。在后来的实验中发现酒精 45s,双氧水 6min 比较合适。（4）吊兰的叶片剪碎后要选取幼嫩的部分进行接种。（5）诱导培养基的中间繁殖体中丛芽的数量多于愈伤组织的数量。继代增殖时主要通过
13、芽生芽的方式。从实际的经济角度考虑，大规模进行组织培养快速繁殖时应采用丛生芽进行分化培养。（6）由于实验仍在进行，尚未到试管苗移植这步。二 组织培养的一般方法及重点问题1. 组织培养一般分为五个步骤：1）培养基的配制培养基的成份随植物的种类、外植体的类型、培养阶段的不同而不同。一般来说，培养基应含有大量元素、微量元素、铁盐、维生素、激素、糖和琼脂等物质，有时还在培养基中添加有机附加物，如活性炭、椰子汁等。培养基的配制按如下步骤进行：6（1）根据培养材料确定培养基。一般可先试用 MS 培养基，若不适，再改用其它培养基。附：MS 培养基 A 组：（大量元素） （单位：mgL -1，下同）NH4NO
14、3 1650 ；KNO 3 900 ；CaCl 2 440 ；MgSO 47H2O 370；KH 2PO4 170B 组：（微量元素）KI 0.83 ；H 3BO3 6.2 ；MnSO 4H2O 22.3 ； ZnSO 47H2O 10.6C 组：Na2MoO42H2O 0.25 ；CuSO 45H2O 0.025 ； CoCl 26H2O 0.025 D 组：EDTA 37.3 ； FeSO 47H2O 27.8 E 组：（有机物）甘氨酸（C 2H5NO2） 2.0 ； 盐酸硫胺素（VB 6） 0.1 ； 烟酸 0.5 吲哚乙酸（VB 1） 1-30 ； 盐酸吡哆醇 0.5 ； 6-苄基氨基
15、腺嘌呤（6-BA） 0.04-10 ； IAA（吲哚乙酸） 0.01-3其他溶液的配制：1mol/L 的 NaOH 溶液，0.1mg/mL 的 6-BA 溶液，0.1mg/mL的 IAA 溶液，0.1mg/mL 的 2,4-D 溶液，0.1mg/mL 的 KT 溶液，0.1mg/Ml 的 ZT溶液。（2）按照确定的培养基配方配制培养基，一般包括溶化琼脂、加入蔗糖和母液、调整酸碱度、定容、分装等步骤。（3）对分装好的培养基进行高压灭菌，将灭菌好的培养基放入接种室中。2）无菌培养物的建立（1）外植体的切取及消毒。用于快速繁殖的外植体可以是种子、茎尖、叶片、花序等。外植体必须先进行消毒，其消毒方法是
16、：从植株上切取所需的部分，7用水冲洗干净，而后移入超净工作台中用消毒剂（次氯酸钠、氯化汞、酒精等）进行消毒，但不管使用什么消毒剂，消毒后的外植体应该是无菌的，而其本身没有被消毒剂杀死。（2）将消毒后的外植体接种到培养基中，接种时要求迅速准确，防止交叉污染。3）中间繁殖体的诱导和增殖消毒后的外植体在培养基上培养一段时间后可诱导出从芽、胚状体、原球茎、根状茎，这些培养材料称为中间繁殖体。对中间繁殖体进行切割、继代培养就可以进行中间繁殖体的增殖。中间繁殖体的增殖速度随花卉的种类、培养基、培养条件的不同而异，因而对具体花卉需进行试验，找到合适的繁殖条件，以达到“快繁”的目的。4）生芽、壮苗与生根当中间繁殖体增殖到一定数量后快速繁殖进入生芽、壮苗和生根阶段。如果是通过从芽繁殖，则不需经过生芽直接进行壮苗、生根，如果是通过其它途径则需先将中间繁殖体转移到生芽培养基上，然后再转移到壮苗生根培养基上。在壮苗生根培养基上，大多数花卉要分离成单
