《石柱黄连根腐病根际土壤细菌微生态研究》由会员分享，可在线阅读，更多相关《石柱黄连根腐病根际土壤细菌微生态研究（10页珍藏版）》请在金锄头文库上搜索。
1、石柱黄连根腐病根际土壤细菌微生态研究摘要 该研究应用 Illumina Hiseq 2500高通量?y 序平台，分析了未种植黄连土壤、黄连健株及病株根际土壤的细菌种群丰富度及多样性变化，并结合土壤养分及酶活变化检测，对黄连根腐病产生的机制进行了深入探讨。高通量测序显示，栽培黄连造成了土壤细菌种群的丰富度的显著降低（P关键词 黄连； 根腐病； 土壤酶活性； 土壤养分； 高通量测序； 细菌 Research on bacteria microecology in root rot rhizosphere soil of Coptis chinensis produced in Shizhu cit
2、y SONG Xuhong1，2，3， WANG Yu1，2，3， LI Longyun1，2，3*， TAN Jun1，2，3 （1. Chongqing Academy of Chinese Materia Medica， Chongqing 400065， China； 2. Chongqing Engineering Research Center for Fine Variety Breeding Techniques of Chinese Materia Medica， Chongqing 400065， China； 3. Chongqing Subcenter of Natio
3、nal Resource， Center for Chinese Materia Medica， China Academy of Chinese Medical Science， Chongqing 400065， China） Abstract Illumina Hiseq 2500 highthroughput sequencing platform was used to study the bacteria richness and diversity， the soil enzyme activities， nutrients in unplanted soil， rootrot
4、and healthy rhizophere soil of Coptis chinensis for deeply discussing the mechanism of the rootrot of C. chinensis. The highthroughput sequencing result showed that the artificial cultivation effected the bacteria community richness and diversity. The bacteria community richness in healthy and disea
5、sed rhizosphere soil showed significant lower than that of in unplanted soil （P 2 结果与分析 2.1 未种植黄连、黄连健株和病株土样养分变化 未种过黄连的土 pH显著高于病株和健株黄连根际土壤（P 2.6 未种植黄连土样与黄连健株、病株土样细菌的 多样性分析 病株和健株土样先聚在一起后和未种植黄连的土样聚在一起，病株土样细菌种群和健株土样之间的相异系数为 0.205，病株与未种植黄连土样之间的相异系数为 0.352，健株与未种植黄连土样细菌种群之间的相异系数为 0.254。上述结果说明，未种植土样细菌种群组成与健
6、株之间的相似度大于与病株之间的相似度，同时说明，黄连根腐病显著改变了黄连根际土细菌种群的组成，见图 4。 3 结论与讨论 土壤酶是土壤生态系统中活跃的生物活性物质，在驱动土壤代谢和土壤中养分物质循环及养分的有效释放过程中起重要作用，是土壤品质和生态系统稳定的重要指标13。土壤理化性质和酶活性的变化可以引起植物根际土壤微生物的变化14。因此，详细了解土壤理化性质和酶活性对了解黄连根腐病的发生机制具有重要的意义。土壤脲酶能促进土壤中含氮有机化合物酰胺肽键的水解，生成的氨是植物氮素营养的来源之一；蔗糖酶又叫转化酶，主要参与土壤中碳水化合物的转化，其活性强弱反应土壤熟化程度和肥力水平，土壤肥力越高其活
7、性 纵向为样品信息，横向为物种注释信息，左侧的聚类树为物种聚类树，上方的聚类树为样品组间的聚类树；中间热图对应的值为每一行物种相对丰度经过标准化处理后得到的 Z值，即一个样品在某个分类上的 Z值为样品在该分类上的相对丰度和所有样品在该分类的平均相对丰度的差除以所有样品在该分类上的标准差所得到的值。 a.样品的聚类分析，左侧是 UPGMA聚类树结构，右侧的是各样品在门水平上的物种相对丰度分布图；b. 多样性指数热图，图中方格中的数字是 Weighted Unifrac距离计算出的样品两两之间的相异系数，相异系数越小的 2个样品，物种多样性的差异越小。 也越强。这 2种酶均与土壤矿质营养密切相关，
8、酶活性的高低影响作物可吸收利用的有效营养物质多寡。病株土样中速效钾和速效磷含量较健株土样显著升高，尤其是速效钾的 3倍量增加，说明病株土壤肥力水平要显著高于健株土样，也跟研究中病株土样蔗糖酶活性的显著升高相一致。病株土样中，脲酶活性的降低减少了土壤中含氮有机物酰胺肽键的水解，造成了病株土样中碱解氮的显著降低。过氧化氢酶能够减轻土壤中的过氧化氢对生物体的毒害作用。在本研究中，病株土壤的过氧化氢酶活性显著低于健株土壤和未种植黄连土壤，这就有可能造成黄连植株根部有毒害物质积累过多，对黄连植株产生毒害作用，从而造成根部病害的发生。 有研究表明，有机碳含量高可提高土样中微生物活性，增加细菌的多样性151
9、6。有机碳含量低，且土壤碳氮比率变小，使得甜菜发生根腐病发生严重17。在本研究中，有?C 碳的含量在健康土样中显著高于病株和未种植黄连土样。说明黄连根腐病的发生可能与黄连土壤中有机碳含量的降低有一定的关系。 16S rRNA 位于原核细胞核糖体小亚基上，包括 10 个保守区域（conserved regions）和 9 个高变区域（hypervariable regions） ，其中高变区具有属或种的特异性，随亲缘关系不同而有一定的差异，16S rRNA 的 V4区是常用的扩增目标区，已经被证实可以很好的用来分析根际土壤的细菌种群多样性变化12，1920及再植性病害土壤分析21。 微生物种群的
10、丰富度和变异在土壤质量、功能和土壤生态系统的可持续性发展中扮演着重要的角色22。在某种程度上，土壤微生物群落的组成变化、群落类型或者微生物量的变化可以放映出土壤质量的变化23。有研究表明，土壤微生物种群丰富度的降低和变异性的降低可能跟连作障碍24和植株罹患病害有一定的关系25，Yang 等26也发现，健康植株根际土壤的细菌多样性显著高于发病植株。在种植了黄连的 2种处理土样中，健康植株的根际土细菌种群丰富度和多样性要高于罹患根腐病的土样。因此，在本研究中，根腐病病株根际土样较健株土样和未种植黄连土样的细菌种群丰富度和多样性的降低，可能是诱导黄连罹患根腐病的一个重要原因。 在种植黄连土样中，健株
11、和病株土样中变形菌门、酸酐菌门、放线菌门、疣微菌门、拟杆菌门、浮霉菌门、消化螺旋菌门、绿弯菌门和 WS3差异不显著；根腐病病株土壤中厚壁菌门和泉古菌门的相对丰度显著高于健株土样，而芽单胞菌门的相对丰度则显著低于健株土样（P 总之，本研究表明，黄连种植造成了土壤中 pH值、速效磷、脲酶的显著降低和蔗糖酶的显著升高，未栽培黄连土样中变形菌门、放线菌门、泉古菌门的丰度显著低于 2种栽培土样，酸杆菌门、WS3 则显著高于 2种栽培土样。黄连根腐病土样中，有机碳、过氧化氢酶活性和细菌种群丰度的显著降低及细菌种群多样性的降低有可能是造成黄连根腐病的重要原因，但是，黄连根腐病发生的原因比较复杂，仅仅从土壤养
12、分、酶活变化及土壤根际细菌多样性变化的角度来解释缺乏充分的理论依据，黄连化感物质的种类，化感物质跟土壤微生物之间的关系也值得深入研究。 ?嘉南? 1 中国药典. 一部S.2015： 303. 2 高芬， 任小霞， 王梦亮，等. 中草药根腐病及其微生物防治研究进展J.中国中药杂志， 2015， 40（21）： 4122. 3 祁建军， 姚槐应， 李先恩， 等. 磷脂脂肪酸法分析地黄根际土壤微生物多样性J.土壤， 2008， 40（3）： 448. 4 吴照祥， 郝志鹏， 陈永亮， 等. 三七根腐病株根际土壤真菌群落组成与碳源利用特征研究J.菌物学报， 2015， 34（1）：65. 5 银福军，
13、 曾纬， 瞿显友. 黄连主要病害调查及防治策略J.重庆中草药研究， 2009， 22（1）： 21. 6 鲍士旦. 土壤农化分析M. 北京： 中国农业出版社， 2000：25. 7 Magoc T， Salzberg S L. FLASH： fast length adjustment of short reads to improve genome assembliesJ.Bioinformatics， 2011， 27（21）： 2957. 8 Bokulich N A， Subramanian S， Faith J J， et al. Qualityfiltering vastly im
14、proves diversity estimates from Illumina amplicon sequencingJ. Nat Methods， 2013， 10（1）： 57. 9 Haas B J， Gevers D， Earl A M， et al. Chimeric 16S rRNA sequence formation and detection in Sanger and 454pyrosequenced PCR ampliconsJ. Genime Res， 2011， 21（3）： 494. 10 Wang Q， Garrity G M， Tiedje J M， et a
15、l. Naive Bayesian classifier for rapid assignment of rRNA sequences into the new bacterial taxonomyJ. Appl Environ Microb， 2007， 73（16）： 5261. 11 Desantis T Z， Hugenholtz P， Larsen N， et al. Greengenes， a chimerachecked 16S rRNA gene database and workbench compatible with ARBJ. Appl Environ Microb，
16、2006， 72（7）： 5069. 12 Caporasoa J G， Lauberb C L， Waltersc W A， et al. Global patterns of 16S rRNA diversity at a depth of millions of sequences per sampleJ. Proc Natl Acad Sci USA，2011， 108（Supplement 1）： 4516. 13 Gianfreda L， Antonietta R M， Piotrowska A， et al. Soil enzyme activities as affected by anthropogenic alterations： intensive agricultural practices and organ
