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1、1大鼠血管插管的操作体会作者：王丽婷，刘良明，李涛，廖自福，程凤【关键词】 血管；插管；大鼠实验动物的生命体征是医学动物实验中常用的观察指标，在各种实验性研究中常需要对实验动物进行血管插管来完成取血、测定血压、注射药物、生理指标监测等实验项目。对实验动物进行血管插管时，经常会出现插管脱落、刺破血管等意外，从而导致插管失败。笔者曾进行大量大鼠血管插管操作，积累了一些的经验，现介绍如下。1 血管的选择大鼠血管插管常选用颈动脉、颈静脉、股动脉、股静脉等，颈动脉或股动脉插管常用于监测平均动脉压（MAP）及取血测动脉血气，静脉插管可用于给药输液1 。2 血管插管及注意事项2.1 插管前准备2插管前备齐常
2、用器械，包括组织钳、12.5 cm 直纹式止血钳、眼科弯镊、眼科弯剪、14 cm 直尖手术剪、慕丝线、动脉与静脉插管。所有器械均需高压灭菌，防止发生感染，增加大鼠死亡率而出现假阳性结果。用 3%戊巴比妥钠按 1 mL/kg 进行腹腔注射麻醉，注射时左手捉拿动物，将腹部朝上，头部略低于尾部，右手将针头迅速刺入左（或右）下腹部，注意刺入不易过浅，否则注入皮下麻醉效果不佳而影响插管效果。麻醉成功后将大鼠仰卧位固定，先将剪毛部位用水湿润，然后用手术剪紧贴大鼠皮肤将所需部位的毛剪去，备皮，最后进行常规消毒。2.2 插管根据实验要求确定血管切口的部位及大小，按解剖层次逐层切开皮肤及皮下组织，暴露出血管。结
3、缔组织采用血管钳钝性撑开，肌肉组织在肌间隙顺纤维方向作钝性分离，肌肉组织内含小血管，若需切断，应事先用血管钳作双重钳夹，结扎后才可剪断。血管、神经的分离是顺其直行方向，用玻璃分针小心分离，以减少对大鼠的刺激。血管分离完成后，应保证血管周围无筋膜、脂肪、肌肉等组织相连，避免插管时误入组织中2 。3选择粗细合适的插管，将其内充满肝素并排尽气泡备用。插管前先穿两根丝线备用，再往分离出的血管周围滴几滴普鲁卡因使其充血，便于观察3 。插管时，先用血管下的一根丝线结扎血管的远心端，再用动脉夹将血管的近心端夹住，其间血管长度保持至少 3 cm。后在紧靠结扎线的稍下方，用眼科镊轻轻托起血管，并用眼科剪在血管上
4、作一约 45的斜切口，切口大小不能大于管径的一半，以防血管断裂，用针头挑起血管，将准备好的插管由切口处向近心端插入，见有血液回流后，重新注入适量肝素，将三通关闭。用另一根丝线结扎固定插管尖端，同时用远心端的结扎线固定插管，将两组线系在一起以免插管脱落。2.3 插管后护理插管后消毒，用生理盐水纱布覆盖伤口，再将其舌拉出至嘴外一侧，防止因舌后坠阻塞呼吸道。固定大鼠四肢的棉带不应过紧，以免造成肢体缺血、水肿4 。气温较低时应给予保暖，可采用保温灯照射。术后 12 h 用肝素抽吸冲洗导管 1 次，防止导管堵塞，每次抽吸冲洗或采样时，先弃去回抽液，以注射器中见到血液为度，再重新注入肝素，注入的量应略大于
5、导管容量。需大鼠及早苏醒的实验，宜从腹腔注射少量麻醉药，同时注意大鼠是否存在呼吸抑制。观察大鼠存活的实验，要在大鼠苏醒前结扎血管，缝合皮肤，将大鼠妥善处理后，待苏醒。饲养损伤后的大鼠应注意补充水分和营养。43 插管失败的补救措施血管插管失败，如血管刺破、断裂或插管脱出，可用纱布压迫出血点，再用止血钳夹住血管断端，钳夹要准确、牢固，少夹周围组织，然后用丝线结扎止血。止血后换用可达到同样实验目的的血管进行插管，双侧血管则换用对侧血管，无对称血管则换其它血管。例如股动脉插管失败后可选用腹主动脉，由于腹主动脉血管粗、管壁厚，动脉插管很容易完成。【参考文献】 1 林秀来，刘良明，刁有芳，等. 复苏压力对大鼠未控制出血性休克早期复苏效果的影响J. 第三军医大学学报，2008，30 （ 3）：203-206.2 魏泓. 医学实验动物学 M. 成都：四川科学技术出版社，1998. 271.3 翟青新，黄丽洁，苟鹏，等. 常用实验动物全麻后的气管插管J. 中国比较医学杂志，2006，16（10 ）：624-626.54 左艳芳，邱全光，郭光金，等. 提高实验动物重复利用率的方法及措施J. 实验动物科学与管理，2004，21（2）：55-57.
