动物实验的基本技术和方法PPT课件

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1、1,第十章 动物实验的基本技术和方法,2,在医学教学、科研和医疗工作中，不论是从事基础医学还是临床医学或预防医学，都需要用实验动物来进行各种实验。通过对动物实验的观察、分析，来研究需要解决的问题，动物实验方法已成为研究工作中必不可少的重要手段。,动物实验,3,动物实验 整体实验:LD50、活存时间、活存率 离体实验:器官灌注、组织切片、细胞培养 急性实验：急毒，12天 亚急性实验：药效，14周 慢性或长期实验：长毒、“三致”、转基因 动物, 36个月,4,动物实验前的准备 一、动物的购入 购入或领取实验动物时，实验人员应向供应部门索取所用动物相应等级的由国家主管部门所颁发的质量合格证书，动物的

2、遗传背景资料、动物微生物检查资料及动物年龄和健康等方面的资料。 若是购入或领取清洁级以上实验动物，应采用带有空气过滤膜的无菌运输罐或带过滤帽的笼盒运输，并严格检查其密封状况。,5,动物外观健康检查主要内容： 皮毛：有无光泽、出血、干燥； 眼：有无眼屎、流泪、白内障、角膜损伤等； 耳：有无外伤、耳壳曲折、中耳炎等； 四肢：有无弯曲、脱臼、外伤、关节炎； 肛门：有无下痢、血便、脱肛等。,6,二、动物饲养室及饲养器具准备 饲养室面积应根据所购入动物的数量来确定。饲养动物的器具等，应在动物购入前准备好。垫料、饲料应按购入动物数量准备。各笼箱的编号及卡片、饲喂动物所用器材，如给饵器、粪便托盘、搬运车、台

3、秤、饲料桶、电源插板等也应准备放好。动物饲养室的环境应根据所计划使用动物的微生物控制级别来进行准备，属于屏障系统的应调整好送排风系统、空气净化系统，控制好温度、湿度、风速、噪声等环境因素。动物饲养室在启用前，应对设施、笼具及用具等统一进行彻底消毒。,7,编号标记 目的：为了分组 要求：清晰、耐久、简便、适用,8,颜料标记 颜料标记适应于较大量的大、小鼠等小动物的编号。常用的颜料有 5%苦味酸溶液 (黄色) 2%硝酸银溶液 (咖啡色) 0.5%中性品红溶液 (红色) 煤焦油的酒精溶液(黑色)。 编号原则：先左后右，从上而下。,9,小鼠和大鼠标号示图,10,烙印 用号码烙印钳在兔、豚鼠的耳朵烙号，

4、然后在烙印部位涂上溶在酒精中的黑墨或煤粉。猪等大动物也可用此法在臀部皮肤烙号标记。也有将实验分组编号烙在狗脖套的皮带颈圈上。,11,纹身 用刺数钳在局部皮肤(兔多在耳朵内侧，猴多在前胸皮肤)刺上号码，再用棉签蘸上墨汁酒精涂沫刺号，多用于猴、兔的编号。,12,号牌 将不锈钢或铝质号牌固定在狗或猴的链条或颈圈上。兔号牌则固定在耳朵上。少量动物时也可将号牌挂在笼具上，但应防止抓取操作后将动物放错笼具而混淆编号。,13,毛色 利用动物的毛色将其编号，用于少量的狗、马、猫、猴等大动物的编号。 剪毛 用剪刀在狗背上剪出号码，此方法简单，字迹清楚、可靠，便于观察。 打孔 用打孔器在兔耳上打孔或剪口。,14,

5、动物被毛的去除 为了排除动物被毛对实验操作和观察结果的影响，实验中需要去除或剪短动物的被毛。,15,剪毛法 拔毛法 剃毛法 脱毛法,16,脱毛剂 1) 8%NaS NaS 8g+水至100ml；也可用硫化钠8克、淀粉7克、甘油4克、硼砂1克，用自来水加至100ml。 常用于兔及小鼠等小型动物的脱毛。上述配制好的溶液57ml可用于 1512cm2皮肤的脱毛。 2) 10%NaS 硫化钠10克、氧化钙15克，自来水加至100ml。常用于狗、猪等较大动物的皮肤脱毛。 3) 硫化硷 染土布用硫化硷10克，生石灰15克，加自来水至100ml溶解后即可应用。常用于实验狗的皮肤脱毛，涂上脱毛剂23分钟狗毛即

6、可成糊状，迅速用自来水将局部脱毛皮肤冲洗干净。此方法脱毛干净，脱毛后局部皮肤不充血。,17,目的：防止动物挣扎，保持安静 防止意外损伤，便于操作,麻醉,18,全身麻醉,1%硫喷妥钠:15mg/kg，iv/ip 2%戊巴比妥:40mg/kg，iv/ip 盐酸氯胺酮:40mg/kg，sc/im 复方氯胺酮:0.01ml/kg，sc/im,19,20,21,局部麻醉 1%盐酸普鲁卡因，局部注射 2%盐酸可卡因，粘膜表面麻醉,22,急救 原因：麻醉过量、大失血、窒息 措施：人工呼吸 强心剂：0.1%肾上腺素 呼吸兴奋剂：尼可杀米 山梗菜碱 快速输血、输液,23,动物的抓取与固定方法 目的：限制动物的活

7、动，持安静状态 以便正确操作和记录 要求：不损伤实验动物 不影响观察指标 实验者不被动物咬伤 保证实验顺利进行 小心细致、大胆敏捷，切忌粗暴。,24,小鼠的抓取,25,小鼠的抓取保定： 器材：小鼠饲养盒+盒盖1套。 方法步骤： 1、用右手拇指和食指捏 住小鼠尾巴中部将小鼠提 起，放在饲养盒盖上。 2、用左手拇指和食指迅速、 准确地捏住小鼠的两耳后、 颈背部的皮肤，将小鼠提起。,26,3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹 小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条 直线。 4、用左手无名指 压住小鼠背部的 皮肤，小指压住 小鼠的尾巴根部。 5、松开捏住小鼠尾 巴的右手拇指和食指。,27,大鼠的抓取和固定,戴

8、上防护手套，抓住大鼠的尾中部或根部从笼具中取出后立即置于笼盖或实验台上。 右手抓住大鼠尾根部，将大鼠置于笼盖或其它粗糙表面上，其它粗糙表面上，轻轻向后拉尾。 当大鼠向前爬行时，用左手食指和中指夹住大鼠颈部，同时拇指和无名指滑向其左右腋下，分开前肢，拿起动物反转为仰卧位，即可进行实验操作。,28,豚鼠的实验方法,29,家兔的抓取方法,30,兔的抓取保定： (一) 方法1： 步骤： 1、用右手把兔的两耳拿 在手心并抓住颈后部皮肤， 把兔提起。 2、然后用左手托住兔 的臀部。,31,方法2： 器材：兔保定架1个。 步骤： 1、打开保定架的上盖，抓取并将兔放进架 内，迅速关上保定架的上盖。 2、右手抓

9、住兔耳朵将头部拉过保定架的卡 栓，将兔的脖子保定。 3、如果兔挣扎，可用手 在它的背上轻轻抚摸， 使其安静。,32,家兔的兔台固定方法,33,猫的抓取与固定方法,34,比格狗照射固定架,35,钳式长柄捕狗夹,36,驯服动物的固定,37,猪固定在木制三角架上,38,布制猪固定带,39,猪的悬吊式固定,40,猕猴的抓取,41,猕猴的抓取,42,猪的强制性固定,43,猕猴固定架,44,猕猴固定架,45,猕猴的固定,46,猕猴的固定,47,48,猕猴的固定与后肢静脉血的抽取,49,动物实验的基本检查 基本检查的目的是保证实验用动物均正常。 一般检查实验前通过对动物的外观、活动、食欲、体温、脉博和呼吸等

10、生命体征的观察和检查，对实验动物进行初步筛选。 特殊检查 实验前对动物进行血象、生化及血压、心电图、射线透视等检查。,50,各种成年动物的正常体温(直肠温度，)动物名称 体温() 动物名称 体温()猿、猴 38.6 大鼠 39.0 狗 39.0 小鼠 38.0猫 38.7 鸡 41.7家兔 39.0 鸽 42.0豚鼠 38.6 猪 39.0,51,家兔体温检查方法,52,用家兔进行热原检测,53,气温与家兔体温的关系 气温() 家兔体温() 5 37.5 10 38.0 20 38.7 35 40.5 40 41.6,54,实验用动物的体重要求 动物 体重(kg) 狗 1015 猴 35 兔

11、22.5 豚鼠 0.450.70 大鼠 0.180.25 小鼠 0.020.03,55,正常动物每分钟脉搏次数 动物 脉搏次数(次/分) 猪 6080 羊 7080 狗 80120 兔 120150 豚鼠 230350 大鼠 200360 小鼠 520780,56,正常动物每分钟呼吸次数 动物 脉搏次数(次/分) 猪 15(1218) 羊 30(2040) 狗 18(1030) 兔 60(5080) 豚鼠 120(100150) 大鼠 120(100150) 小鼠 150(140160),57,实验动物的给药方法 为了观察药物对机体功能、代 谢、形态的影响，需要将药物注入实验动物体内。由于实验

12、目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。,58,实验动物的给药剂量,D2=D1K2/K1 3 W1/W2 D:药物剂量(gkg-1d-1) W:动物体重(kg) K:常数,59,不同种类动物的K值,名称 K值 名称 K值 人 10.6 家兔 10.1 猴 11.8 大鼠 9.1 狗 11.2 豚鼠 9.8 猫 9.8 小鼠 9.1,60,经口给药剂量准确，对动物安全，是动物实验中常用的给药方法，尤其是移植实验中受体动物的肠道灭菌处理，必须口服肠道不吸收的抗生素。,口服给药,61,大白鼠灌胃方法,62,方法步骤： 1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药液。 2、左手捉持保定大

13、鼠，右手将灌胃针头尖端放进大鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，灌胃针会顺着食管滑入大鼠的胃内将注灌胃针插入约5cm。 3、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的生理盐水灌入大鼠的胃中。 剂量：0.010.02mlg体重。 注意：在灌胃过程中，避免误插入气管。,63,小白鼠灌胃方法,64,兔灌胃用张口器及胃管,65,步骤： 1、将兔放进保定架内，助手用手轻轻压住兔的背部，避免兔的挣扎。 2、灌胃者用在手拇指和中指挤压兔两颊，将下颌挤开使兔被动张口。 3、右手将开口器从一侧口角插入口腔并 固定。 4、用泡在石蜡油中的胃管，经开口器的 孔插入，向前推进约15cm，可达胃内。,66,5、在插管时应将胃管

14、另一端泡在水中 确认没有冒气泡，即可用注射器经 胃管注入药液。 灌胃量： 80-150ml只次。 注 意：在灌胃过程中， 避免误插入气管。,67,兔灌胃方法,68,狗灌胃方法,69,猪灌胃方法,70,注射给药 注射给药剂量准确,作用快,是动物实验中常用的给药方法。给药时应注意针头号码的选择(鼠类-4#,狗-6#，马-9#)。,71,皮下注射原理：将药液注入皮下结缔组织，经毛细 血管、淋巴管吸收进入血液循环。,器材：5ml注射器1支、生理盐水、烧杯、 酒精、碘酒、棉球。,72,皮下注射,73,皮下注射,74,方法步骤： (1) 注射部位：选大鼠的项背部的皮下。 (2) 常规消毒注射部位的皮肤，用

15、注射针头取一锐角角度刺入皮下。 (3) 将针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。 注射量：0.01mlg体重。,75,皮内注射,76,小鼠腹腔注射方法,77,小鼠尾静脉注射方法,78,小鼠尾静脉注射方法,79,狗前肢内侧皮下静脉注射方法,80,狗后肢静脉注射方法,81,各种动物一次给药能耐受的最大容量(ml) 动物 灌胃 皮内注射 皮下注射 肌肉注射 腹腔注射 静脉注射 小鼠 0.9 0.1 1.5 0.2 1.0 0.8 大鼠 5.0 0.1 5.0 0.5 2.0 4.0 兔 200 0.2 10 2.0 5.0 10 猫 150 0.2 10 2.0 5.0 10 猴 300 0.3 50 3.0 10 20 狗 500 0.3 100 4.0 _ 100,82,样本采集 及时、准确地采(收)集实验动物的血样或排泄(分泌)物等实验标本，是保证动物实验结果是否准确的重要条件。动物实验中一个样本有时可提供10多个数据，采集不当时可严重影响实验结果，如狗或猴在实验台上较长时间剧烈挣扎后可使外周